Chỉ báo dự trữ buồng trứng Anti-Muellerian Hormone - từ lý thuyết đến thực hành

các nang tiền phóng noãn và sự chế tiết gonadotrophin tuyến yên để đảm bảo sự phóng noãn xảy ra như sinh lý (Baird DT., 1993). Người ta nhận thấy AMH có thể tác động điều hòa giảm khả năng thơm hóa của tế bào hạt cho đến thời điểm chọn lọc nang với sự hiện diện cao AMH cho đến khi nang đạt đến kích thước 8mm (Jeppesen JV., 2013). Nồng độ AMH ở nang có hốc bình thường sẽ giảm dần khi đường kính nang noãn lớn lên và giảm nhanh khi vượt 8mm (Andersen CY., 2010). Sự giảm nhanh AMH tương ứng với sự chọn lọc nang noãn vượt trội, tức khi sự sản xuất nồng độ estradiol tăng Tập 12, số 03 Tháng 7-2014 Tạp chí Phụ Sản 13 Lê Minh TâM Tạp chí phụ sản - 12(3), 10-19, 2014TỔNG QUAN Tập 12, số 03 Tháng 7-2014 Tạp chí Phụ Sản 12 nhanh. Estradiol là một tác nhân trong sự giảm này nhờ thụ thể của E2 tương tác với AMH (Grynberg M., 2012). Một số bằng chứng gợi ý AMH kiểm soát hoạt động sản xuất estrogen nang noãn: (i) AMH ức chế hoạt động thơm hóa (Vigier B., 1989); (ii) ở tế bào hạt hoàng thể ở những bệnh nhân TTTON, AMH tạo ra CYP19a1 (men thơm hóa) ở mức độ gen và protein và sự sản xuất E2 do FSH giảm đi đáng kể khi có sự hiện diện AMH (Grossman MP., 2008); (iii) ở nang thứ cấp của người, có sự tương quan nghịch giữa nồng độ AMH và E2 (Andersen CY., 2008; Nielsen ME., 2011). Như vậy, AMH có thể hoạt động như là “người gác cổng” các nang noãn và đảm bảo các nang có hốc nhỏ tạo ra ít E2 trước chọn lọc (nang dưới 8mm) giúp cân bằng trực tiếp tuyến yên - buồng trứng trong sự phát triển nang noãn trước phóng noãn (Jeppesen JV., 2013). 2.2. Xét nghiệm nồng độ AMH huyết thanh AMH được tạo ra ở dạng protein tiền chất là chuỗi đơn liên kết disulphide 70 kDa (Picard JY., 1984). Quá trình phân giải protein tạo ra một chuỗi đầu tận N chưa trưởng thành 55 kDa và một chuỗi đầu tận C trưởng thành 12.5 kDa (Pepinsky RB., 1988). Chuỗi đôi đồng dạng này còn liên kết với nhau trong tuần hoàn dạng phức hợp 140 kDa (Lee MM., 1993). Vùng trưởng thành của AMH giữ chức năng sinh học của protein này, nhưng khác với các thành viên khác của gia đình TGF-b là nó vẫn cần đầu tận N để đảm bảo hoạt động đầy đủ (Wilson CA., 1993). Vùng đầu tận N có thể đảm nhận tính ổn định của protein (Belville C., 2004). Định lượng AMH huyết thanh được báo cáo lần đầu vào những năm 1990 bằng kỹ thuật hấp phụ miễn dịch liên kết men (ELISAs; Baker ML., 1990). Xét nghiệm AMH ELISA ban đầu được ứng dụng trong định lượng AMH đánh giá chức năng tinh hoàn ở giai đoạn trẻ trai do có nồng độ cao hơn nhiều so với trẻ gái. Sử dụng kháng thể đơn dòng và đa dòng giúp phát hiện vùng N của AMH, đạt được ở mức nhạy 0.5 ng/ml (Hudson PL., 1990). Xét nghiệm của Josso và cộng sự sử dụng kháng thể đơn dòng kháng AMH tinh khiết bò theo chuẩn (Josso N., 1990). Trong xét nghiệm này, liều tối thiểu có thể phát hiện AMH là 0.02 ng. Xét nghiệm này sau đó được cải tiến thành sandwich ELISA sử dụng kháng thể đơn dòng và đa dòng kháng AMH tái tổ hợp người. Các kháng thể này nhận biết epitopes ở vùng tiền- và trưởng thành của AMH, và tăng độ nhạy của xét nghiệm đến 2 ng/ml (Carre-Eusebe D., 1992). Cải tiến tiếp theo với độ nhạy 0.1 ng/ml bằng cách dùng 2 kháng thể đơn dòng (xét nghiệm IOT - Beckman-Coulter) (Long WQ., 2000). Do có tầm quan trọng đáng kể trong biểu hiện của dự trữ buồng trứng, việc định lượng nồng độ AMH huyết thanh người nữ tiếp tục phát triển với các phương pháp xét nghiệm nhạy cảm hơn. Kháng thể đơn dòng đặc hiệu cao với vùng tiền trưởng thành của AMH được điều hòa miễn dịch ở chuột cái thiếu hụt AMH do AMH tái tổ hợp. Các kháng thể này đặc hiệu epitope khác nhau giúp phát hiện đến giới hạn 0.078 ng/ml (Al-Qahtani A., 2005). Xét nghiệm này sau đó được cải tiến với cặp kháng thể đơn dòng đặc hiệu khác, giúp nhận biết epitope cả hai vùng tiền trưởng thành (F2B/7A) và vùng trưởng thành (F2B/12H), được xem là định lượng được toàn bộ AMH, hiện có trên thị trường qua Diagnostic Systems Lab (DSL), với khả năng phát hiện 6.3 pg/ml (Kevenaar ME., 2006). Như vậy với hai xét nghiệm hiện có, việc định lượng AMH trong lâm sàng cũng như trong nghiên cứu là rất thuận lợi. Tuy nhiên, do các xét nghiệm sử dụng các cặp kháng thể khác nhau, giá trị AMH huyết thanh có thể khác nhau giữa 2 phương pháp (Freour T., 2007). Dựa trên kết quả của DSL của Beckman- Coulter, phương pháp ELISA mới ra đời thay thế hai phương pháp cũ, gọi là Beckman-Coulter AMH Gen II, đạt độ nhạy 0.08 ng/ml (Kumar A., 2010). 2.3. Biến đổi AMH huyết thanh ở phụ nữ khỏe mạnh trong các điều kiện khác nhau Sự biến đổi AMH giữa các cá nhân khác nhau trong cùng độ tuổi là khá cao, chủ yếu do khác biệt số lượng nang thứ cấp (Almog B., 2011). Có thể có sự khác biệt theo chủng tộc, với nồng độ AMH thấp hơn ở phụ nữ Phi - Mỹ (Schuh-Huerta SM., 2012) và Tây Ban Nha (Seifer DB., 2009). Một số nghiên cứu nhận thấy mối liên hệ trái ngược giữa AMH và BMI (Steiner AZ., 2010) cũng như giữa AMH với tuổi (LaMarca A., 2012). Hút thuốc lá cũng được xem là một nguyên nhân gây giảm AMH (Freour T., 2012). Phân tích sự thay đổi AMH trong một cá thể có thể do thay đổi nồng độ sinh học thật sự của AMH trong tuần hoàn. Hai nghiên cứu tiến cứu đánh giá nồng độ AMH trong chu kỳ kinh nguyệt (Fanchin R., 2005; van Disseldorp J., 2010) đều kết luận rằng AMH khá ổn định trong chu kỳ kinh nguyệt vì nang noãn trội hay nang hoàng thể không chế tiết AMH (Hehenkamp WJ., 2006; Tsepelidis S., 2007). Tuy nhiên, một nghiên cứu nhỏ mới đây nhận thấy AMH tuần hoàn giảm đi trong pha hoàng thể (Hadlow N., 2013). Một nghiên cứu tiến cứu ở 20 phụ nữ mô tả hai dạng biến đổi AMH trong chu kỳ kinh nguyệt (Sowers M., 2010). Dạng “buồng trứng trẻ” có nồng độ AMH cao và biến đổi đáng kể trong chu kỳ kinh. Ngược lại, “buồng trứng lớn tuổi” có biến đổi nồng độ AMH thấp, chu kỳ kinh ngắn, gợi ý giảm dự trữ buồng trứng. Dữ liệu y văn cũng chú trọng nhiều về ảnh hưởng biến đổi AMH huyết thanh của các thuốc ức chế gonadotrophin như viên tránh thai uống và thai kỳ. Nghiên cứu thuần tập mới đây ở 863 phụ nữ (228 người dùng viên tránh thai và 504 người không dùng) ghi nhận nồng độ AMH huyết thanh thấp hơn 29.8% ở người dùng viên tránh thai (Bentzen JG., 2012). Một thử nghiệm ngẫu nhiên nhỏ ở 42 phụ nữ dùng nội tiết tránh thai uống, dán da hay vòng âm đạo trong 9 tuần, nồng độ AMH giảm khoảng 50% tất cả các nhóm (Kallio S.,2013). Ngược lại, nồng độ AMH tăng lên trong các chu kỳ tự nhiên tiếp theo sau khi ngưng thuốc tránh thai (van den Berg MH., 2010). Tương tự, trong thai kỳ, nghiên cứu dọc nhận thấy giảm đáng kể nồng độ AMH trong quý hai và quý ba thai kỳ so với quý một và đến cuối thai kỳ giảm khoảng 50% (Nelson SM., 2010). Sự giảm nồng độ AMH trong thai kỳ cũng được xác nhận trong nghiên cứu mô tả cắt ngang mới đây của (Koeninger A., 2013). Như vậy, nồng độ AMH huyết thanh biến đổi trong một số điều kiện cần được xem xét trong thực hành lâm sàng để diễn giải chính xác hơn. Sự dao động của AMH trong chu kỳ kinh nguyệt rất nhỏ cho phép định lượng ở thời điểm bất kỳ. Tuy nhiên một số tình trạng sinh lý hay do dùng thuốc, đặc biệt là thuốc tránh thai thời gian dài có thể làm giảm AMH. 2.4. Diễn biến AMH từ phôi thai đến lúc mãn kinh Đánh giá giá trị của AMH cần phải hiểu diễn biến của nó trong suốt cuộc đời người phụ nữ. Số liệu kết hợp mới đây (n = 3260) thể hiện mẫu diễn biến AMH trong cộng đồng phụ nữ khỏe mạnh và có thể làm cơ sở để biểu diễn biến đổi AMH theo tuổi (Kelsey TW., 2011). Phân tích đường biểu diễn AMH tuần hoàn trong cuộc đời người phụ nữ có thể nhận thấy một số giai đoạn khác nhau. Đỉnh cao xuất hiện ngay sau khi sinh ở giai đoạn sơ sinh, sau đó tiếp tục duy trì cao Hình: Đường biểu diễn AMh và chiêu mộ nang noãn trong cuộc đời người phụ nữ (Kelsey TW,. 2012). đến 9 tuổi. Có sự giảm nhẹ sau đó tạo thành đường cong ở độ tuổi dậy thì (9–15 tuổi), tiếp theo là pha tăng trưởng thứ hai, đạt đỉnh ở độ tuổi 25. Sau đó, có sự giảm hằng định đến mức không thể phát hiện được ở độ tuổi 50–51, tương ứng với thời kỳ mãn kinh. Quá trình chiêu mộ nang noãn tương ứng với diễn biến nồng độ AMH và có tương quan thuận mạnh (r = 0.96) giữa sự giảm AMH và giảm số nang noãn được chiêu mộ sau tuổi 25 (độ tuổi AMH đạt đỉnh) (Fleming R., 2012). Quan sát này làm cơ sở cho việc sử dụng AMH huyết thanh như là một chỉ điểm gián tiếp dự trữ buồng trứng. 3. Ứng dụng Amh trong thực hành lâm sàng 3.1. Khảo sát dự trữ buồng trứng ở người bình thường AMH có giá trị ưu việt theo tuổi người phụ nữ khi đánh giá dư trữ buồng trứng nhưng khả năng tiên lượng về cơ hội mang thai diễn tiến có phần hạn chế (Hendriks DJ., 2008; Broer SL., 2013). Nghiên cứu về vai trò của AMH trong dự đoán khả năng sinh sản tự nhiên ở những phụ nữ quanh tuổi 30, những người có AMH thấp sẽ giảm khả năng sinh sản đáng kể (Steiner AZ., 2010). Tuy nhiên, khả năng sinh sản cũng sẽ bị giảm đi ở những người có nồng độ AMH cao, gợi ý rằng tình trạng này thể hiện tình trạng không phóng noãn. Giá trị dự báo tuổi mãn kinh hướng đến nhiều đích khác nhau. Trước hết, khả năng đánh giá tình trạng dự trữ buồng trứng tức là khoảng thời gian sinh sản của người nữ. Với việc ước đoán thời gian mãn kinh, tuổi sinh đẻ của người phụ nữ sẽ được báo trước thời gian kết thúc. Tiên lượng này nếu có được với đủ độ chính xác sẽ giúp người phụ nữ quyết định thời điểm sinh con, tránh tình trạng vô sinh do buồng trứng suy kiệt. Là một chỉ báo về số lượng, giá trị thật của AMH vì vậy được xem là dự báo “tuổi buồng trứng”. Do mãn kinh có thời gian cố định với các biểu hiện trước đó như rối loạn chu kỳ kinh nguyệt và giảm mạnh khả năng sinh sản, có thể dự đoán giai đoạn sinh sản của người nữ từ kết quả định tuổi buồng trứng. Dữ liệu cho đến nay, nồng độ AMH theo tuổi thấp sẽ dẫn đến mãn kinh sớm hơn (Tehrani FR., 2009; Broer SL., 2011; Tehrani FR., 2013). Tuy nhiên các kết quả này có khoảng tin cậy rất rộng trong giá trị dự báo của AMH đơn thuần. Yếu tố di truyền được chứng minh có vai trò quan trọng trong xác định tuổi mãn kinh. Tiếp theo là yếu tố môi trường và lối sống như hút thuốc lá, BMI, uống rượu và sinh đẻ cũng có thể ảnh hưởng đến tuổi mãn kinh. Nghiên cứu tổng quan mới đây đã nhận thấy rõ ràng một số Tập 12, số 03 Tháng 7-2014 Tạp chí Phụ Sản 15 Lê Minh TâM Tạp chí phụ sản - 12(3), 10-19, 2014TỔNG QUAN Tập 12, số 03 Tháng 7-2014 Tạp chí Phụ Sản 14 gen và biến thể liên quan đến tuổi mãn kinh (Voorhuis M., 2010). Liên quan đến vai trò AMH và thụ thể của nó trong điều hòa tốc độ chiêu mộ nang noãn nguyên thủy, hai nghiên cứu riêng biệt đã chứng minh biến thể của gen AMHR2 thay đổi tuổi mãn kinh tự nhiên (Kevenaar ME., 2007; Voorhuis M., 2010). Hơn nữa, mối tương tác giữa các biến thể AMH và thụ thể II gen AMH trong ảnh hưởng đến mãn kinh có vai trò khởi phát chiêu mộ nang noãn (Braem MG., 2013). 3.2. Đánh giá tổn thương buồng trứng do hóa trị, xạ trị và phẫu thuật Mối liên hệ giữa AMH và số nang noãn nguyên thủy được chiêu mộ là một phương tiện để khảo sát độc tính lên đường sinh dục trong điều trị ung thư và giảm dự trữ buồng trứng sau phẫu thuật. AMH giúp đánh giá chính xác hơn, bộc lộ tình trạng giảm dự trữ hay suy buồng trứng. Đây cũng là một cách đánh giá có thể áp dụng cho trẻ em khi FSH và inhibin B chưa được sản xuất, và có thể đánh giá từng cá nhân mức độ ảnh hưởng khi tiến hành bằng cách theo dõi dọc nồng độ AMH. Những phụ nữ có điều trị ung thư ở tuổi thiếu nhi nhưng sau đó vẫn có kinh nguyệt thì nồng độ AMH huyết thanh được ghi nhận là giảm đi so với những người bình thường cùng lứa tuổi (Bath LE., 2003). Ngược lại, nồng độ FSH và inhibin B giữa hai nhóm này không có khác biệt. Kết quả tương tự cũng ghi nhận ở những người bị ung thư vú (Partridge AH., 2010). AMH giảm đi ở những người trẻ sau điều trị Hodgkin lymphoma giai đoạn trẻ em và liên quan rõ giữa số lần hóa trị và nồng độ AMH (van Beek RD., 2007). FSH cũng có tăng lên nếu mức độ điều trị tăng nhưng AMH nhạy hơn trong phát hiện tổn thương buồng trứng với liều hóa trị thấp. Nhiễm độc buồng trứng với phác đồ có sử dụng alkylate thường thấy trong điều trị bệnh lý ác tính ở trẻ em và người lớn (Gracia CR., 2012): nồng độ AMH tụt giảm nhanh sau điều trị nhưng nhóm sử dụng tác nhân non-alkylate phục hồi nhanh trở lại bình thường như trước điều trị trong khi đó nhóm dùng tác nhân alkylate không thấy dấu hiệu phục hồi. Xạ trị cũng được ghi nhận rộng rãi gây tổn thương buồng trứng thậm chí với liều thấp và những phụ nữ có xạ trị vùng chậu nói chung có nồng độ AMH giảm rất thấp (Lie Fong S., 2009; Gracia CR., 2012). Ngoài phản ánh tổn thương buồng trứng sau hóa trị hay xạ trị, AMH còn thể hiện hoạt động của buồng trứng sau các can thiệp này và tốt hơn FSH hay inhibin B (Dillon KE., 2013). AMH có thể được định lượng cho phụ nữ ở tất cả các lứa tuổi nghĩa là có thể đánh giá chức năng buồng trứng của trẻ gái trước dậy thì. Nghiên cứu tiến cứu ở trẻ gái có bệnh lý ác tính, AMH giảm sau các chu kỳ hóa trị lặp lại (Brougham MF., 2012). Đặc biệt những trẻ nguy cơ cao, AMH huyết thanh sau điều trị rất thấp hoặc không thể phát hiện được. Cần theo dõi thời gian dài để xác định giá trị của AMH trong dự đoán chức năng buồng trứng sau điều trị ung thư ở trẻ em, trong khởi phát dậy thì tự nhiên hay chức năng sinh sản sau đó. Đánh giá dự trữ buồng trứng nhờ AMH ở những trường hợp có phẫu thuật cũng được nghiên cứu. Nghiên cứu tổng hợp trong trường hợp phẫu thuật u lạc nội mạc tử cung ở buồng trứng nhận thấy sự giảm nồng độ AMH sau phẫu thuật tức có ảnh hưởng đến một phần dự trữ buồng trứng (Raffi F., 2012; Somigliana E., 2012). Một nghiên cứu hồi cứu lớn khác cũng khẳng định tác động của phẫu thuật u lạc nội mạc ở buồng trứng đối với giảm dự trữ buồng trứng dựa vào kết quả AMH huyết thanh (Streuli I., 2012). 3.3. Khảo sát dự trữ buồng trứng ở trường hợp vô sinh Tuổi và dự trữ buồng trứng là các yếu tố quan trọng nhất để tiên lượng thành công trong sinh sản hỗ trợ, trong đó AMH được xem là chỉ báo đáng tin cậy của dự trữ buồng trứng (Almog B., 2011; Nelson SM., 2011) nhờ mối tương quan thuận giữa AMH và số noãn còn lại (La Marca A., 2010). Kết quả AMH giúp dự đoán chính xác đáp ứng buồng trứng với kích thích (Broer SL., 2009) giúp các nhà lâm sàng chọn phác đồ kích thích phù hợp cũng như tránh được các biến chứng trong điều trị. Các thông tin này là cơ sở cho việc tư vấn bệnh nhân trước điều trị hỗ trợ sinh sản. AMH có thể giúp nhận biết những trường hợp đáp ứng quá mức có thể dẫn đến hội chứng quá kích buồng trứng (Al-Inany HG.,2011; Broer SL., 2011). Đối với những trường hợp có AMH cao, có thể chọn phác đồ GnRH antagonist và điều chỉnh liều FSH phù hợp mặc dù chưa có đồng thuận toàn cầu giá trị ngưỡng AMH bao nhiêu (Broer SL., 2011). Ngược lại, nếu dự đoán kém đáp ứng cần có chiến lược để tăng tối đa số nang noãn chiêu mộ. Căn cứ trên dự đoán đáp ứng rất kém trong một số trường hợp, nhiều trung tâm từ chối điều trị ngay chu kỳ đầu tiên khi AMH rất thấp nhằm đảm bảo tỷ lệ thành công chung của trung tâm đồng thời cũng tránh tốn kém cho bệnh nhân (Yates AP., 2011). Tuy nhiên, ngay cả những trường hợp phụ nữ có AMH thấp ở ngưỡng dưới của xét nghiệm vẫn còn cơ hội có thai đáng kể sau điều trị bằng TTTON, vì vậy cách xử trí này cần xem xét lại (Anderson RA., 2012). Chắc chắn một điều là cơ hội cho những người này thấp hơn những phụ nữ khác cùng độ tuổi đang có dự trữ buồng trứng bình thường (La Marca A., 2010) nhưng việc từ chối điều trị do dự đoán đáp ứng kém đơn thuần dựa trên AMH là chưa phù hợp (Nelson SM., 2011; Lawlor DA., 2012). Những thông tin về dự đoán đáp ứng buồng trứng có thể có ích lợi về mặt tâm lý cho các cặp vợ chồng và qua đó giảm tỷ lệ chu kỳ bỏ điều trị (La Marca A., 2011). Rất có thể trong tương lai với sự chuẩn hóa định lượng AMH và phác đồ kích thích buồng trứng sẽ tạo được mô hình phân tích đa biến đáng tin cậy theo hướng cá nhân hóa (La Marca A., 2012). 3.4. Các yếu tố ảnh hưởng đến vai trò của AMH và AFC Nhóm nang noãn ảnh hưởng đến nồng độ AMH thường là những nang 1–2 mm (Jeppesen JV., 2013). Khái niệm này hàm ý tầm quan trọng đặc biệt không chỉ khi chúng ta phân tích độ mạnh của mối liên hệ giữa chỉ số nang thứ cấp (AFC) qua siêu âm và AMH huyết thanh mà cả khi so sánh khả năng dự đoán của hai thông số này. Mặc dù mối liên hệ giữa AFC và AMH đã được nhận biết đã lâu, đôi khi thực tế cũng gặp một số trường hợp trái ngược (Schipper I., 2012). Trong thực hành lâm sàng, AFC là số nang thứ cấp qua siêu âm có đường kính từ 2-10mm (Broekmans FJ., 2010). Tuy nhiên, kỹ thuật khảo sát qua siêu âm không thể phân biệt nang noãn nhìn thấy là nang đang phát triển hay nang thoái triển. Vì vậy, mối liên hệ giữa hai thông số AFC và AMH bị ảnh hưởng. Thứ nhất là kích thước của nang noãn. Rất có thể những phụ nữ có AFC toàn những nang nhỏ (1–2 mm) sẽ biểu hiện nồng độ AMH cao hơn những người có nang thứ cấp lớn (>6 mm). Yếu tố thứ hai là “chức năng nang” do tế bào hạt của thoái triển có thể giảm sản xuất AMH. Cả hai yếu tố AMH và AFC đều tỏ ra là những chỉ báo có giá trị trong đáp ứng với kích thích buồng trứng trong thực hành lâm sàng. Tuy nhiên, vào đầu chu kỳ kinh, các nang thứ cấp lớn bắt đầu đáp ứng với nồng độ FSH tăng và không còn sản xuất AMH, vì thế, có thể lý giải là AFC có giá trị hơn trong đánh giá khả năng đáp ứng với kích thích buồng trứng vào thời điểm chu kỳ đó (Mutlu MF., 2013). Ngược lại, nếu chúng ta thừa nhận rằng các nang thứ cấp thoái triển không còn đáp ứng với FSH ngoại sinh, lúc này AMH sẽ là chỉ báo đáng tin cậy nhất vì các nang thoái triển dù không còn chức năng nhưng vẫn được tính vào trong AFC. Điều cần nhắc lại ở đây là khác với AFC, AMH còn là một yếu tố điều hòa quan trọng đối với chức năng buồng trứng, AMH đóng vai trò ức chế sự chiêu mộ và phát triển quá nhiều nang noãn, khả năng nhạy cảm của tế bào hạt với FSH (Genro VK., 2011). Vì vậy, trên góc độ lâm sàng, cả hai yếu tố AMH và AFC đều giúp các thầy thuốc những thông tin liên quan đến tình trạng nang noãn và khả năng đáp ứng với kích thích buồng trứng. AMH cung cấp các thông tin nhạy hơn về số lượng các nang noãn rất nhỏ và nang không bị thoái triển, còn AFC chỉ giúp đánh giá số nang thứ cấp dựa trên kích thước khác nhau của các nang. 3.5. AMH và Hội chứng buồng trứng đa nang HCBTĐN là rối loạn nội tiết thường gặp nhất ở phụ nữ, ảnh hưởng khoảng 5–10% cộng đồng (Franks S., 2008). Những phụ nữ bị HCBTĐN biểu hiện rất nhiều triệu chứng khác nhau như mụn trứng cá, rậm lông và/hoặc rối loạn kinh nguyệt và tăng nguy cơ đái tháo đường thể II (Azziz R., 2005). HCBTĐN đặc trưng với tăng số nang noãn phát triển ở nhiều giai đoạn khác nhau (Webber LJ., 2003). HCBTĐN đã được chứng minh là rối loạn liên quan đến di truyền (Kosova G., 2013), nhưng nguyên nhân của sự thay đổi chức năng buồng trứng và gây không phóng noãn ở một số trường hợp HCBTĐN vẫn chưa được rõ. Khả năng của AMH làm thay đổi phát triển nang noãn sớm được chứng minh bằng thử nghiệm AMH knock-out ở chuột (Durlinger AL., 1999) làm tăng khởi phát chiêu mộ nang noãn nguyên thủy vào giai đoạn phát triển. Thử nghiệm này tương tự như trong HCBTĐN vì vậy các nghiên cứu tập trung vào vai trò AMH trong HCBTĐN. Stubbs và cộng sự nhận thấy khi giảm AMH ở những phụ nữ HCBTĐN không phóng noãn sẽ tăng biến đổi các nang noãn sang pha tăng trưởng (Stubbs SA., 2005). Nồng độ AMH huyết thanh ở phụ nữ HCBTĐN cao gấp 2–4 lần so với phụ nữ bình thường (Lie Fong S., 2011). Sự gia tăng này phản ánh sự tăng số lượng các nang thứ cấp nhỏ là nang sản xuất AMH cao nhất. Tuy nhiên, khi so sánh sự sản xuất AMH của mỗi tế bào hạt ở buồng trứng bình thường, HCBTĐN có phóng noãn và không phóng noãn, kết quả ghi nhận sự sản xuất AMH trung bình cao hơn 75 lần ở HCBTĐN không phóng noãn và cao hơn 20 lần ở HCBTĐN có phóng noãn so với tế bào hạt phụ nữ bình thường (Pellatt L., 2007). Điều này chỉ ra rằng sự gia tăng AMH là do bản chất của tế bào hạt trong buồng trứng đa nang và đặc tính này tồn tại cả sau khi kích thích buồng trứng (Catteau-Jonard S., 2008). Sự gia tăng nồng độ AMH này có thể nhận thấy trong dịch nang noãn (Das M., 2008). Có bằng chứng ủng hộ vai trò của androgen tương quan thuận với AMH huyết thanh (Eldar-Geva T., 2005; Carlsen SM., 2009) và sự sản xuất quá mức androgen là do bản chất của tế bào vỏ buồng trứng đa nang. Tuy nhiên, ở những người chuyển giới từ nữ sang nam khi dùng testosterone, nồng độ AMH huyết thanh giảm đi (Caanen M., 2013). Các nghiên cứu khác chứng minh Tập 12, số 03 Tháng 7-2014 Tạp chí Phụ Sản 17 Lê Minh TâM Tạp chí phụ sản - 12(3), 10-19, 2014TỔNG QUAN Tập 12, số 03 Tháng 7-2014 Tạp chí Phụ Sản 16 hormone hướng sinh dục, cụ thể là FSH gây ức chế sản xuất AMH (Panidis D., 2011) nhưng tác dụng này chỉ hiện diện ở tế bào hạt buồng trứng đa nang chứ không ở buồng trứng bình thường (Pellatt et al., 2007). Ngược lại AMH làm giảm đáng kể hoạt động thơm hóa ở tế bào hạt do FSH và LH tác động, làm giảm đáng kể sản xuất estradiol (Pellatt L., 2011). Đồng thời, AMH còn gây ức chế giải mã mARH thụ thể FSH (Pellatt L., 2011). Thật sự AMH là một yếu tố ức chế đối với những tác nhân cần thiết cho nang noãn phát triển khiến nồng độ của nó hiện diện trong HCBTĐN cao đáng kể. LH làm giảm giải mã thụ thể RII AMH ở tế bào hoàng thể ở mô buồng trứng phụ nữ bình thường và phụ nữ có HCBTĐN có phóng noãn nhưng không gặp ở buồng trứng bị đa nang không phóng noãn (Pierre A., 2013). Điều này có thể được hiểu là AMH ở nang noãn buồng trứng này đủ để ức chế sự giải mã tạo ra từ FSH và vì thế ngăn tác động ức chế của estradiol lên sự sản xuất AMH. Tác động này được khuếch đại lên do mất điều hòa giảm do LH đối với giải mã thụ thể AMH RII ở những phụ nữ HCBTĐN không phóng noãn. Như vậy, AMH có thể góp phần vào tình trạng HCBTĐN không phóng noãn. Điều phù hợp với giả thuyết này là sự vượt trội của nang noãn ở những phụ nữ HCBTĐN không phóng noãn dưới tác động của FSH sẽ thuận lợi hơn khi nồng độ AMH huyết thanh giảm (Catteau- Jonard S., 2007). Về vai trò của AMH trong chẩn đoán HCBTĐN, do sự liên quan chặt chẽ đối với sinh bệnh học, nồng độ AMH huyết thanh là mối quan tâm đặc biệt của các nhà lâm sàng đối với những bệnh nhân có HCBTĐN. Mặc dù cho đến nay vẫn còn khá sớm để xác định có thể dùng AMH vào trong tiêu chuẩn chẩn đoán HCBTĐN hay không, nhưng rõ ràng là nồng độ AMH huyết thanh cao đáng kể ở những bệnh nhân HCBTĐN (Pigny P., 2003; Li HW., 2011). Hơn nữa, như đã trình bày ở trên, sự sản xuất AMH tăng đáng kể ở tế bào hạt buồng trứng bị đa nang, nhất là trong trường hợp không phóng noãn. Như vậy sự tương quan rất chặt chẽ giữa nồng độ AMH huyết thanh và số nang thứ cấp, đặc biệt khi siêu âm kỹ thuật mới có thể phát hiện nang kích thước 1-2mm (Dewailly D., 2011). Các kết quả nghiên cứu cho đến nay chưa được thống nhất chủ yếu là do không đồng nhất về tiêu chuẩn mẫu nghiên cứu (Iliodromiti S., 2013). Theo tiêu chuẩn đồng thuận Rotterdam năm 2003, việc xác định buồng trứng đa nang về hình thái là 12 nang từ 2-9mm ở mỗi buồng trứng, nhưng với kỹ thuật siêu âm thế hệ mới, ngưỡng phát hiện này lên đến 19 - 25 (Dewailly D., 2011; Lujan ME., 2013). Hơn nữa, các nghiên cứu trước đây về AMH cũng sử dụng các kỹ thuật khác nhau như DSL hay IOT hay gần đây là Gen II kit. Vì vậy, cho đến nay vẫn chưa thể đề xuất đồng thuận ngưỡng chẩn đoán AMH huyết thanh trong HCBTĐN. Điều hợp lý là sự tăng AMH có thể là đại diện cho thuật ngữ “Hình thái buồng trứng đa nang” (PCOM) theo phân loại Rotterdam. Hơn nữa, hiện nay hai tiêu chuẩn khác nhau, một về hình thái (PCOM) và một về sinh hóa (tăng AMH), thuật ngữ “bất thường giống đa nang buồng trứng” (PCO-L) có thể dễ chấp nhận hơn (Robin G., 2012). Hơn nữa, nồng độ AMH huyết thanh tương quan với độ nặng của HCBTĐN và chính xác là với độ nặng của cường androgen (Piouka A., 2009) và không phóng noãn (Catteau-Jonard S.,2012). Nghiên cứu cho thấy nồng độ AMH có thể xem là một chỉ báo của cường androgen và vì thế có thể thay thế tiêu chuẩn cường androgen trong chẩn đoán của Rotterdam (Dewailly D., 2010). Điều này giúp hòa hợp các phân loại khác nhau trong chẩn đoán HCBTĐN. Như vậy, để chẩn đoán HCBTĐN, sau khi loại trừ các chẩn đoán phân biệt, rối loạn phóng noãn và cường androgen là những yêu cầu bắt buộc. Nếu thiếu một trong hai tiêu chuẩn này, có thể dùng thuật ngữ “rối loạn giống buồng trứng đa nang - PCO-L” (AFC cao và/hoặc AMH huyết thanh cao) dùng thay thế một trong hai tiêu chuẩn trên. Ngoài giá trị chẩn đoán, xác định AMH có thể dùng để xác định phác đồ điều trị, đặc biệt trong kích thích buồng trứng ở phụ nữ vô sinh do HCBTĐN không phóng noãn. Đến nay vẫn chưa có nhiều nghiên cứu về ngưỡng AMH để đánh giá khả năng đáp ứng với clomiphene citrate, với FSH tái tổ hợp hay với đốt điểm buồng trứng. 4. Kết luận Chức năng buồng trứng đóng vai trò quan trọng trong sinh lý sinh sản. Trong những năm gần đây, vai trò của AMH được quan tâm rất nhiều không chỉ trong lĩnh vực hỗ trợ sinh sản mà còn liên quan đến chức năng buồng trứng ở trẻ em, trẻ dậy thì và phụ nữ trong độ tuổi sinh sản. Mặc dù cần nhiều hơn các nghiên cứu cơ sở cũng như lâm sàng để hiểu biết đầy đủ về sinh lý buồng trứng và vai trò AMH, nhưng rõ ràng AMH đóng vai trò quan trọng trong sự sinh nang noãn, là một trong những hormone buồng trứng quan trọng nhất điều hòa khả năng sinh sản của người nữ. Tác động của AMH bên trong buồng trứng, bên trong nang noãn và giữa các nang noãn, tương tác giữa hai buồng trứng và tác động lên trục hạ đồi tuyến yên - buồng trứng là những vấn đề đang cần tiếp tục nghiên cứu thêm. Tài liệu tham khảo 1. Al-Inany HG, Youssef MA, Aboulghar M, Broekmans F, et al. Gonadotrophin-releasing hormone antagonists for assisted reproductive technology. Cochrane Database Syst Rev 2011 CD001750. 2. Almog B, Shehata F, Suissa S, Holzer H, Shalom-Paz E, et al. Age-related normograms of serum antimullerian hormone levels in a population of infertile women: a multicenter study. Fertil Steril 2011;95:2359–2363. 3. Al-Qahtani A, Muttukrishna S, Appasamy M, Johns J, Cranfield M, Visser JA, Themmen AP, Groome NP. Development of a sensitive enzyme immunoassay for anti-Mullerian hormone and the evaluation of potential clinical applications in males and females. Clin Endocrinol (Oxf) 2005;63:267–273. 4. Andersen CY, Lossl K. Increased intrafollicular androgen levels affect human granulosa cell secretion of anti-Mullerian hormone and inhibin-B. Fertil Steril 2008; 89:1760–1765. 5. Andersen CY, Schmidt KT, Kristensen SG, Rosendahl M, Byskov AG, Ernst E. Concentrations of AMH and inhibin-B in relation to follicular diameter in normal human small antral follicles. Hum Reprod 2010;25:1282–1287. 6. Anderson RA, Nelson SM, Wallace WH. Measuring anti- Mullerian hormone for the assessment of ovarian reserve: when and for whom is it indicated? Maturitas 2012; 71:28–33. 7. Azziz R, Marin C, Hoq L, Badamgarav E, Song P. Health care- related economic burden of the polycystic ovary syndrome during the reproductive life span. J Clin Endocrinol Metab 2005;90:4650–4658. 8. Baird DT, Smith KB. Inhibin and related peptides in the regulation of reproduction. Oxford Rev Reprod Biol 1993;15:191–232. 9. Baker ML, Metcalfe SA, Hutson JM. Serum levels of mullerian inhibiting substance in boys from birth to 18 years, as determined by enzyme immunoassay. J Clin Endocrinol Metab 1990;70:11–15. 10. Bath LE, Wallace WH, Shaw MP, Fitzpatrick C, Anderson RA. Depletion of ovarian reserve in young women after treatment for cancer in childhood: detection by anti-Mullerian hormone, inhibin B and ovarian ultrasound. Hum Reprod 2003; 18:2368–2374. 11. Behringer RR, Finegold MJ, Cate RL. Mullerian-inhibiting substance function during mammalian sexual development. Cell 1994;79:415–425. 12. Belville C, Van Vlijmen H, Ehrenfels C, Pepinsky B, et al. Mutations of the anti-mullerian hormone gene in patients with persistent mullerian duct syndrome: biosynthesis, secretion, and processing of the abnormal proteins and analysis using a three- dimensional model. Mol Endocrinol 2004;18:708–721. 13. Bentzen JG, Forman JL, Pinborg A, Lidegaard O, et al. Ovarian reserve parameters: a comparison between users and non-users of hormonal contraception. Reprod Biomed Online 2012;25:612–619. 14. Braem MG, Voorhuis M, van der Schouw YT, Peeters PH, et al. Interactions between genetic variants in AMH and AMHR2 may modify age at natural menopause. PloS one 2013;8:e59819. 15. Broekmans FJ, de Ziegler D, Howles CM, Gougeon A, Trew G, Olivennes F. The antral follicle count: practical recommendations for better standardization. Fertil Steril 2010;94:1044–1051. 16. Broer SL, Eijkemans MJ, Scheffer GJ, van Rooij IA, de Vet A, et al. Anti-Mullerian hormone predicts menopause: a long- term follow-up study in normoovulatory women. J Clin Endocrinol Metab 2011;96:2532–2539. 17. Broer SL, Mol BW, Hendriks D, Broekmans FJ. The role of antimullerian hormone in prediction of outcome after IVF: comparison with the antral follicle count. Fertil Steril 2009;91:705–714. 18. Broer SL, van Disseldorp J, Broeze KA, Dolleman M, Opmeer BC, et al. Added value of ovarian reserve testing on patient characteristics in the prediction of ovarian response and ongoing pregnancy: an individual patient data approach.HumReprod Update 2013;19:26–36. 19. Brougham MF, Crofton PM, Johnson EJ, Evans N, Anderson RA, Wallace WH. Anti-Mullerian hormone is a marker of gonadotoxicity in pre- and postpubertal girls treated for cancer: a prospective study. J Clin Endocrinol Metab 2012; 97:2059–2067. 20. Caanen M, Soleman R, Kuijper E, Kreukels B, Hompes P, Trotsenburg M, Broekmans F, Lambalk C. Anti-mullerian hormone serum levels decrease in female to male transsexual women using testosterone as cross-sex therapy. Hum Reprod 2013; 28(Supplement 1):78. 21. Carlsen SM, Vanky E, Fleming R. Anti-Mullerian hormone concentrations in androgen-suppressed women with polycystic ovary syndrome. Hum Reprod 2009; 24:1732–1738. 22. Carlsson IB, Scott JE, Visser JA, Ritvos O, Themmen AP, Hovatta O. Anti-Mullerian hormone inhibits initiation of growth of human primordial ovarian follicles in vitro. Hum Reprod 2006;21:2223–2227. 23. Carre-Eusebe D, Imbeaud S, Harbison M, New MI, Josso N, Picard JY. Variants of the anti-Mullerian hormone gene in a compound heterozygote with the persistent Mullerian duct syndrome and his family. Hum Genet 1992;90:389–394. 24. Cate RL, Mattaliano RJ, Hession C, Tizard R, et al, Chow EP et al. Isolation of the bovine and human genes for Mullerian inhibiting substance and expression of the human gene in animal cells. Cell 1986; 45:685–698. 25. Catteau-Jonard S, Bancquart J, Poncelet E, Lefebvre- Maunoury C, Robin G,Dewailly D. Polycystic ovaries at ultrasound: normal variant or silent polycystic ovary syndrome? Ultrasound Obstet Gynecol 2012;40:223–229. 26. Catteau-Jonard S, Jamin SP, Leclerc A, Gonzales J, Dewailly D, di Clemente N. Anti-Mullerian hormone, its receptor, FSH receptor, and androgen receptor genes are overexpressed by granulosa cells from stimulated follicles in women with polycystic ovary syndrome. J Clin Endocrinol Metab 2008;93:4456–4461. 27. Catteau-Jonard S, Pigny P, Reyss AC, Decanter C, Poncelet E, Dewailly D. Changes in serum anti-mullerian hormone level during low-dose recombinant follicularstimulating hormone therapy for anovulation in polycystic ovary syndrome. J Clin Endocrinol Metab 2007;92:4138–4143. 28. Das M, Gillott DJ, Saridogan E, Djahanbakhch O. Anti-Mullerian hormone is increased in follicular fluid from unstimulated ovaries in women with polycystic ovary syndrome. Hum Reprod 2008;23:2122–2126. 29. Dewailly D, Gronier H, Poncelet E, Robin G, Leroy M, Pigny P, Duhamel A, Catteau-Jonard S. Diagnosis of polycystic ovary syndrome (PCOS): revisiting the threshold values of follicle count on ultrasound and of the serum AMH level for the definition of polycystic ovaries. Hum Reprod 2011;26:3123–3129. 30. Dillon KE, SammelMD, Prewitt M, Ginsberg JP, et al. Pretreatment antimullerian hormone levels determine rate of posttherapy ovarian reserve recovery: acute changes in ovarian reserve during and after chemotherapy. Fertil Steril 2013;99:477–483. 31. Durlinger AL, Gruijters MJ, Kramer P, Karels B, et al. Anti- Mullerian hormone attenuates the effects of FSH on follicle development in the mouse ovary. Endocrinology 2001; 142:4891–4899. 32. Durlinger AL, Kramer P, Karels B, de Jong FH, Uilenbroek JT, Grootegoed JA, Themmen AP. Control of primordial follicle recruitment by anti-Mullerian hormone in the mouse ovary. Endocrinology 1999;140:5789–5796. 33. Eldar-Geva T, Margalioth EJ, Gal M, Ben-Chetrit A, Algur N, et al. Serum anti-Mullerian hormone levels during controlled ovarian hyperstimulation in women with polycystic ovaries with and without hyperandrogenism. Hum Reprod 2005;20:1814–1819. 34. Fanchin R, Taieb J, Lozano DH, Ducot B, Frydman R, Bouyer J. High reproducibility of serum anti-Mullerian hormone measurements suggests a multi-staged follicular secretion and strengthens its role in the assessment of ovarian follicular status. Hum Reprod 2005;20:923–927. Tập 12, số 03 Tháng 7-2014 Tạp chí Phụ Sản 19 Lê Minh TâM Tạp chí phụ sản - 12(3), 10-19, 2014TỔNG QUAN Tập 12, số 03 Tháng 7-2014 Tạp chí Phụ Sản 18 35. Franks S. Polycystic ovary syndrome in adolescents. Int J Obes (Lond) 2008; 32:1035–1041. 36. Freour T, Masson D, Dessolle L, Allaoua D, Dejoie T, Mirallie S, Jean M, Barriere P. Ovarian reserve and in vitro fertilization cycles outcome according to women smoking status and stimulation regimen. Arch Gynecol Obstet 2012;285:1177–1182. 37. Freour T, Mirallie S, Bach-Ngohou K, Denis M, Barriere P, Masson D. Measurement of serum anti-Mullerian hormone by Beckman Coulter ELISA and DSL ELISA: comparison and relevance in assisted reproduction technology (ART). Clin Chim Acta; Int J Clin Chem 2007;375:162–164. 38. Genro VK, Grynberg M, Scheffer JB,Roux I, Frydman R, Fanchin R. Serum anti-Mullerian hormone levels are negatively related to Follicular Output RaTe (FORT) in normo-cycling women undergoing controlled ovarian hyperstimulation. Hum Reprod 2011;26:671–677. 39. Gracia CR, SammelMD,Freeman E, Prewitt M, Carlson C, Ray A, Vance A, Ginsberg JP. Impact of cancer therapies on ovarian reserve. Fertil Steril 2012;97:134–140 e131. 40. Grondahl ML, Nielsen ME, Dal Canto MB, Fadini R, et al. Anti-Mullerian hormone remains highly expressed in human cumulus cells during the final stages of folliculogenesis. Reprod Biomed Online 2011;22:389–398. 41. Grossman MP, Nakajima ST, Fallat ME, Siow Y. Mullerian- inhibiting substance inhibits cytochrome P450 aromatase activity in human granulosa lutein cell culture. Fertil Steril 2008;89:1364–1370. 42. Grynberg M, Pierre A, Rey R, Leclerc A, Arouche N, et al. Differential regulation of ovarian anti-mu¨llerian hormone (AMH) by estradiol through a- and b-estrogen receptors. J Clin Endocrinol Metab 2012;97:E1649–1657. 43. Hadlow N, Longhurst K, McClements A, Natalwala J, Brown SJ, Matson PL. Variation in antimullerian hormone concentration during the menstrual cycle may change the clinical classification of the ovarian response. Fertil Steril 2013; 99:1791–1797. 44. Hansen KR, Hodnett GM, Knowlton N, Craig LB. Correlation of ovarian reserve tests with histologically determined primordial follicle number. Fertil Steril 2011; 95:170–175. 45. Hehenkamp WJ, LoomanCW, Themmen AP, de Jong FH, Te Velde ER, Broekmans FJ. Anti-Mullerian hormone levels in the spontaneous menstrual cycle do not show substantial fluctuation. J Clin Endocrinol Metab 2006;91:4057–4063. 46. Hendriks DJ, te Velde ER, Looman CW, Bancsi LF, Broekmans FJ. Expected poor ovarian response in predicting cumulative pregnancy rates: a powerful tool. Reprod Biomed Online 2008;17:727–736. 47. Hudson PL, Dougas I, Donahoe PK, Cate RL, Epstein J, Pepinsky RB, MacLaughlin DT. An immunoassay to detect human mullerian inhibiting substance in males and females during normal development. J Clin Endocrinol Metab 1990;70:16–22. 48. Iliodromiti S, Kelsey TW, Anderson RA, Nelson SM. Can anti-mullerian hormone predict the diagnosis of polycystic ovary syndrome? A systematic review and meta-analysis of extracted data. J Clin Endocrinol Metab 2013;98:3332–3340. 49. Jeppesen JV, Anderson RA, KelseyTW, Christiansen SL, et al. Which follicles make the most anti-Mullerian hormone in humans? Evidence for an abrupt decline in AMH production at the time of follicle selection. Mol Hum Reprod 2013;19:519–527. 50. Josso N, Legeai L, Forest MG, Chaussain JL, Brauner R. An enzyme linked immunoassay for anti-mullerian hormone: a new tool for the evaluation of testicular function in infants and children. J Clin Endocrinol Metab 1990;70:23–27. 51. Kallio S, Puurunen J, Ruokonen A, Vaskivuo T, Piltonen T, Tapanainen JS. Antimullerian hormone levels decrease in women using combined contraception independently of administration route. Fertil Steril 2013;99:1305–1310. 52. Kelsey TW, Anderson RA, Wright P, Nelson SM, Wallace WH. Data-driven assessment of the human ovarian reserve. Mol Hum Reprod 2012;18:79–87. 53. Kelsey TW, Wright P, Nelson SM, Anderson RA, Wallace WH. A validated model of serum anti-Muellerian hormone from conception to menopause. PloS one 2011; 6:e22024. 54. Kevenaar ME, Meerasahib MF, Kramer P, van de Lang-Born BM, de Jong FH, Groome NP, Themmen AP, Visser JA. Serum anti- mullerian hormone levels reflect the size of the primordial follicle pool in mice. Endocrinology 2006; 147:3228–3234. 55. Kevenaar ME, Themmen AP, Laven JS, Sonntag B, et al. Anti- Mullerian hormone and anti-Mullerian hormone type II receptor polymorphisms are associated with follicular phase estradiol levels in normo-ovulatory women. Hum Reprod 2007;22:1547–1554. 56. Koeninger A, Kauth A, Schmidt B, Schmidt M, et al. Anti- Mullerian-hormone levels during pregnancy and postpartum. Reprod Biol Endocrinol 2013;11:60. 57. Kosova G, Urbanek M. Genetics of the polycystic ovary syndrome. Mol Cell Endocrinol 2013;373:29–38. 58. Kumar A, Kalra B, Patel A, McDavid L, Roudebush WE. Development of a second generation anti-Mullerian hormone (AMH) ELISA. J Immunol Methods 2010; 362:51–59. 59. La Marca A, Nelson SM, Sighinolfi G, Manno M, et al. Anti- Mullerian hormone-based prediction model for a live birth in assisted reproduction. Reprod Biomed Online 2011; 22:341–349. 60. La Marca A, Sighinolfi G, Radi D, Argento C, Baraldi E, ArtenisioAC, Stabile G, Volpe A. Anti-Mullerian hormone (AMH) as a predictive marker in assisted reproductive technology (ART). Hum Reprod Update 2010;16:113–130. 61. LaMarca A, Spada E, Grisendi V, Argento C, Papaleo E,Milani S, Volpe A. Normal serum anti-Mullerian hormone levels in the general female population and the relationship with reproductive history. Eur J Obstet Gynecol Reprod Biol 2012;163:180–184. 62. Lawlor DA, Nelson SM. Effect of age on decisions about the numbers of embryos to transfer in assisted conception: a prospective study. Lancet 2012;379:521–527. 63. Lee MM, Donahoe PK. Mullerian inhibiting substance: a gonadal hormone with multiple functions. Endocrine Reviews 1993;14:152–164. 64. Li HW, Anderson RA, Yeung WS, Ho PC, Ng EH. Evaluation of serum antimullerian hormone and inhibin B concentrations in the differential diagnosis of secondary oligoamenorrhea. Fertil Steril 2011;96:774–779. 65. Lie Fong S, Laven JS, Hakvoort-Cammel FG, Schipper I, et al. Assessment of ovarian reserve in adult childhood cancer survivors using anti-Mullerian hormone. Hum Reprod 2009; 24:982–990. 66. Lie Fong S, Schipper I, de Jong FH, Themmen AP, Visser JA, Laven JS. Serum anti-Mullerian hormone and inhibin B concentrations are not useful predictors of ovarian response during ovulation induction treatment with recombinant follicle-stimulating hormone in women with polycystic ovary syndrome. Fertil Steril 2011;96:459–463. 67. Long WQ, Ranchin V, Pautier P, Belville C, Denizot P, et al. Detection of minimal levels of serum anti-Mullerian hormone during follow-up of patients with ovarian granulosa cell tumor by means of a highly sensitive enzyme-linked immunosorbent assay. J Clin Endocrinol Metab 2000; 85:540–544. 68. Lujan ME, Jarrett BY, Brooks ED, Reines JK, Peppin AK, et al. Updated ultrasound criteria for polycystic ovary syndrome: reliable thresholds for elevated follicle population and ovarian volume. Hum Reprod 2013; 28:1361–1368. 69. Mutlu MF, Erdem M, Erdem A, Yildiz S, Mutlu I, Arisoy O,OktemM. Antral follicle count determines poor ovarian response better than anti-Mullerian hormone but age is the only predictor for live birth in in vitro fertilization cycles. J Assist Reprod Genet 2013; 30:657–665. 70. Nelson SM, Lawlor DA. Predicting live birth, preterm delivery, and low birth weight in infants born from in vitro fertilisation: a prospective study of 144,018 treatment cycles. PLoS Med 2011;8:e1000386. 71. Nelson SM, Messow MC, McConnachie A, Wallace H, et al. External validation of nomogram for the decline in serum anti-Mullerian hormone in women: a population study of 15,834 infertility patients. Reprod Biomed Online 2011;23:204–206. 72. Nelson SM, Stewart F, Fleming R, Freeman DJ. Longitudinal assessment of antimullerian hormone during pregnancy- relationship with maternal adiposity, insulin, and adiponectin. Fertil Steril 2010;93:1356–1358. 73. Nelson SM, Yates RW, Lyall H, Jamieson M, Traynor I, et al. Anti-Mullerian hormone-based approach to controlled ovarian stimulation for assisted conception. Hum Reprod 2009;24:867–875. 74. Nielsen ME, Rasmussen IA, Kristensen SG, Christensen ST, et al. In human granulosa cells from small antral follicles, androgen receptor mRNA and androgen levels in follicular fluid correlate with FSH receptor mRNA. Mol Hum Reprod 2011;17:63–70. 75. Nilsson E, Rogers N, Skinner MK. Actions of anti-Mullerian hormone on the ovarian transcriptome to inhibit primordial to primary follicle transition. Reproduction 2007;134:209–221. 76. Panidis D, Katsikis I, Karkanaki A, Piouka A, Armeni AK, Georgopoulos NA. Serum Anti-Mullerian hormone (AMH) levels are differentially modulated by both serum gonadotropins and not only by serum Follicle Stimulating Hormone (FSH) levels. Med Hypotheses 2011;77:649–653. 77. Partridge AH, Ruddy KJ, Gelber S, Schapira L, Abusief M, Meyer M, Ginsburg E. Ovarian reserve in women who remain premenopausal after chemotherapy for early stage breast cancer. Fertil Steril 2010;94:638–644. 78. Pellatt L, Hanna L, Brincat M, Galea R, Brain H, Whitehead S, Mason H. Granulosa cell production of anti-Mullerian hormone is increased in polycystic ovaries. J Clin Endocrinol Metab 2007;92:240–245. 79. Pellatt L, Rice S, Mason HD. Anti-Mullerian hormone and polycystic ovary syndrome: a mountain too high? Reproduction 2010;139:825–833. 80. Pepinsky RB, Sinclair LK, ChowEP, Mattaliano RJ, Manganaro TF, Donahoe PK, Cate RL. Proteolytic processing of mullerian inhibiting substance produces a transforming growth factor-beta-like fragment. J Biol Chem1988;263:18961–18964. 81. Picard JY, Josso N. Purification of testicular anti-Mu l¨lerian hormone allowing direct visualization of the pure glycoprotein and determination of yield and purification factor. Mol Cell Endocrinol 1984;34:23–29. 82. Pierre A, Peigne M, Grynberg M, Arouche N, et al. Loss of LH-induced down-regulation of anti-Mullerian hormone receptor expression may contribute to anovulation in women with polycystic ovary syndrome. Hum Reprod 2013;28:762–769. 83. Pigny P, Merlen E, Robert Y, Cortet-Rudelli C, Decanter C, Jonard S, Dewailly D. Elevated serum level of anti-mullerian hormone in patients with polycystic ovary syndrome: relationship to the ovarian follicle excess and to the follicular arrest. J Clin Endocrinol Metab 2003;88:5957–5962. 84. Piouka A, Farmakiotis D, Katsikis I, Macut D, Gerou S, Panidis D. Anti-Mullerian hormone levels reflect severity of PCOS but are negatively influenced by obesity: relationship with increased luteinizing hormone levels. Am J Physiol Endocrinol Metab 2009;296:E238–E243. 85. Raffi F, Metwally M, Amer S. The impact of excision of ovarian endometrioma on ovarian reserve: a systematic review and meta-analysis. J Clin Endocrinol Metab 2012;97:3146–3154. 86. Robin G, Gallo C, Catteau-Jonard S, Lefebvre-Maunoury C, Pigny P, Duhamel A, Dewailly D. Polycystic Ovary-Like Abnormalities (PCO-L) in women with functional hypothalamic amenorrhea. J Clin Endocrinol Metab 2012;97:4236–4243. 87. Schipper I, Visser JA, Themmen AP, Laven JS. Limitations and pitfalls of antimullerian hormone measurements. Fertil Steril 2012;98:823–824. 88. Schuh-Huerta SM, Johnson NA, Rosen MP, Sternfeld B, Cedars MI, Reijo Pera RA. Genetic variants and environmental factors associated with hormonal markers of ovarian reserve in Caucasian and African American women. Hum Reprod 2012; 27:594–608. 89. Seifer DB, Golub ET, Lambert-Messerlian G, Benning L, et al. Variations in serum mullerian inhibiting substance between white, black, and Hispanic women. Fertil Steril 2009; 92:1674–1678. 90. Somigliana E, Berlanda N, Benaglia L, Vigano P, Vercellini P, Fedele L. Surgical excision of endometriomas and ovarian reserve: a systematic review on serum antimullerian hormone level modifications. Fertil Steril 2012;98:1531–1538. 91. Sowers M, McConnell D, Gast K, Zheng H, Nan B, McCarthy JD, Randolph JF. Anti-Mullerian hormone and inhibin B variability during normal menstrual cycles. Fertil Steril 2010;94:1482–1486. 92. Steiner AZ, Stanczyk FZ, Patel S, Edelman A. Antimullerian hormone and obesity: insights in oral contraceptive users. Contraception 2010;81:245–248. 93. Streuli I, Fraisse T, Chapron C, Bijaoui G, Bischof P, de Ziegler D. Clinical uses of anti-Mullerian hormone assays: pitfalls and promises. Fertil Steril 2009;91:226–230. 94. Stubbs SA, Hardy K, Da Silva-Buttkus P, Stark J, Webber LJ, et al. Anti-mullerian hormone protein expression is reduced during the initial stages of follicle development in human polycystic ovaries. J Clin Endocrinol Metab 2005;90:5536–5543. 95. Tehrani FR, Solaymani-Dodaran M, Azizi F. A single test of anti-mullerian hormone in late reproductive-aged women is a good predictor of menopause. Menopause 2009; 16:797–802. 96. Tehrani FR, Solaymani-Dodaran M, Tohidi M, Gohari MR, Azizi F. Modeling age at menopause using serum concentration of anti-mullerian hormone. J Clin Endocrinol Metab 2013;98:729–735. 97. Tsepelidis S, Devreker F, Demeestere I, Flahaut A, Gervy C, Englert Y. Stable serum levels of anti-Mullerian hormone during the menstrual cycle: a prospective study in normo-ovulatory women. Hum Reprod 2007;22:1837–1840. 98. van Beek RD, van den Heuvel-Eibrink MM, Laven JS, de Jong FH, et al. Anti-Mullerian hormone is a sensitive serum marker for gonadal function in women treated for Hodgkin’s lymphoma during childhood. J Clin Endocrinol Metab 2007;92:3869–3874. 99. van den Berg MH, van Dulmen-den Broeder E, Overbeek A, et al. Comparison of ovarian function markers in users of hormonal contraceptives during the hormone-free interval and subsequent natural early follicular phases. Hum Reprod 2010;25:1520–1527. 100. van Disseldorp J, Lambalk CB, Kwee J, Looman CW, et al. Comparison of inter- and intra-cycle variability of anti-Mullerian hormone and antral follicle counts. Hum Reprod 2010;25:221–227. 101. Vigier B, Forest MG, Eychenne B, Bezard J, Garrigou O, Robel P, Josso N. Anti-Mullerian hormone produces endocrine sex reversal of fetal ovaries. Proc Natl Acad Sci USA 1989; 86: 3684–3688. 102. Visser JA, Themmen AP. Anti-Mullerian hormone and folliculogenesis. Mol Cell Endocrinol 2005;234:81–86. 103. Voorhuis M, Onland-MoretNC, van der SchouwYT, Fauser BC, Broekmans FJ.Human studieson genetics of the age at naturalmenopause: a systematic review.HumReprod Update 2010;16:364–377. 104. Webber LJ, Stubbs S, Stark J, Trew GH, Margara R, Hardy K, Franks S. Formation and early development of follicles in the polycystic ovary. Lancet 2003;362:1017–1021. 105. Weenen C, Laven JS, Von Bergh AR, Cranfield M, et al. Anti-Mullerian hormone expression pattern in the human ovary: potential implications for initial and cyclic follicle recruitment. Mol Hum Reprod 2004;10:77–83. 106. Wilson CA, di Clemente N, Ehrenfels C, Pepinsky RB, Josso N, Vigier B, Cate RL. Mullerian inhibiting substance requires its N-terminal domain for maintenance of biological activity, a novel finding within the transforming growth factor-beta superfamily. Mol Endocrinol 1993;7:247–257. 107. Yates AP, Rustamov O, Roberts SA, Lim HY, Pemberton PW, Smith A, Nardo LG. Anti-Mullerian hormone-tailored stimulation protocols improve outcomes whilst reducing adverse effects and costs of IVF. Hum Reprod 2011;26:2353–2362.