Đề tài Phương pháp thực nghiệm dùng để định tên các loài vi khuẩn
3.38. Xác định Indol-Pyruvic acid (IPA) • Môi trường SIM: Cao thịt 3 g Pepton 30 g Na2S2O3.5H2O 0,05 g Cystin hydrochlorid 0,2 g Ammonium-ferric-citrat 0,5 g Thạch 4 g Nước cất 1000 ml Hoà tan các thành phần môi trường trong nồi cách thủy, chỉnh pH đến 7,4, phân vào các ống nghiệm nhỏ, khử trùng ở 121 0C trong 15 phút, đặt ống thạch đứng. • Thuốc thử Kovac (có thể mua sẵn hoặc tự pha): p-dimethyl aminobenzaldehyd 8 g Etanol 760 ml HCl đặc 160 ml • Cấy vi khuẩn mới hoạt hoá (18-24 giờ) vào môi trường SIM, nuôi ở 300C trong 24 giờ. • Kết quả: nếu phần trên của môi trường chuyển màu nâu là phản ứng IPA dương tính, nếu không là phản ứng âm tính. • Sau đó nhỏ thêm thuốc thử Kovac vào và quan sát. Nếu trên mặt thạch xuất hiện màu đỏ đào là phản ứng Indol dương tính.
Bạn đang xem trước 20 trang tài liệu Đề tài Phương pháp thực nghiệm dùng để định tên các loài vi khuẩn, để xem tài liệu hoàn chỉnh bạn click vào nút DOWNLOAD ở trên
i khuẩn đường ruột dựa trên khả năng đồng hoá citrat.
· Môi trường Simmons:
NaCl 5 g
MgSO4.7H2O 0,2 g
NH4H2PO4 1 g
K2HPO4.3H2O 1 g
Natri xitrat 2 g
BPB 1% trong nước 10 ml
Thạch (đã rửa nước) 12 g
Nước cất 990 ml.
Đun tan thạch, chỉnh pH đến 7,0, thêm chỉ thị màu BPB và phân vào ống nghiệm để làm thạch nghiêng. Khử trùng ở 121 0C trong 15 phút.
· Cấy vi khuẩn vào ống thạch, đặt ở nhiệt độ thích hợp trong 3-7 ngày.
· Môi trường biến màu từ lam sang đỏ đào tức là vi khuẩn có khả năng đồng hóa citrat (dương tính).
· Với các loài Bacillus cần sử dụng môi trường sau:
NaCl 1 g
MgSO4.7H2O 0,2 g
NH4H2PO4 0,5 g
Natri xitrat 2 g
Nước cất 1000 ml
Đỏ phenol (Phenol red) 0,04% 20 ml.
2.10. Nhu cầu muối và tính chịu muối
· Chuẩn bị môi trường dịch thể thích hợp đối với từng loài vi khuẩn.
· Bổ sung NaCl ở các nồng độ 2, 5, 7, 10%, môi trường cần trong suốt.
· Cấy vi khuẩn đã hoạt hóa, ủ trong 3-7 ngày.
· Theo dõi mức độ sinh trưởng của vi khuẩn (môi trường không cấy vi khuẩn làm đối chứng).
2.11. Khả năng đồng hóa Tartrat
· Môi trường dịch thể để kiểm tra:
Pepton 10 g
NaCl 5 g
Nước cất 1000 ml
BPB (0,2%) 12,5 ml
Kali tartrat 10 g
Chỉnh pH = 7,4.
Phân môi trường vào ống nghiệm, khử trùng ở 115 0C trong 20 phút, nên dùng ngay. Nếu để môi trường quá 14 ngày thì cần khử trùng lại bằng đun cách thủy 10 phút.
· Cấy vi khuẩn vào môi trường, hàng ngày theo dõi sự đổi màu.
· Sau 14 ngày thêm một lượng dung dịch chì acetat bão hòa trung tính bằng thể tích môi trường (vol/vol). Đối chứng là môi trường không cấy vi khuẩn.
· Nếu có chuyển sang màu lục vàng và có ít chì acetat kết tủa là có khả năng đồng hóa tartrat (dương tính). Nếu màu vàng hay màu lục và có nhiều chì acetat kết tủa là xét nghiệm âm tính.
· Phản ứng này dùng để phân biệt Salmonella zava (dương tính) và Salmonella paratyphi B (âm tính).
2.12. Khả năng sinh trưởng với KCN
KCN có tác dụng ức chế Escherichia coli nhưng không ức chế Citrobacter freundi, vì thế thường được dùng để phân biệt 2 loài này.
· Môi trường cơ sở:
Pepton 3 g
NaCl 5 g
KH2PO4 0,22 g
K2HPO4 5,64 g
Nước cất 1000 ml.
pH = 7,6.
Khử trùng ở 115 0C trong 20 phút. Để môi trường vào tủ lạnh cho nguội đến 4 0C, thêm 15ml dung dịch KCN 0,5%, phân vào mỗi ống nghiệm 1ml (thao tác vô trùng); có thể bảo quản được trong 2 tuần. Môi trường đối chứng không thêm dung dịch KCN.
· Cấy vi khuẩn từ mới hoạt hoá (24 giờ) vào các môi trường đã chuẩn bị trên, đặt ở nhiệt độ thích hợp trong 4 ngày và quan sát sự chuyển màu của môi trường.
· Nếu môi trường chuyển màu đỏ là sinh trưởng dương tính (Citrobacter freundii), nếu môi trường vẫn không màu là sinh trưởng âm tính (Escherichia coli).
3. CÁC ĐẶC ĐIỂM SINH HÓA:
3.1. Xét nghiệm oxidaza
Mục đích: phân biệt các nhóm vi khuản dựa trên hoạt tính cytochrom oxidaza
· Pha dung dịch Tetramethyl-p-phenylen diamin dihydrochlorid (TPPDD) 1% trong nước, bảo quản trong lọ màu tối ở 4 °C, sử dụng trong 2 tuần.
· Đặt một miếng giấy lọc trong nắp hộp Petri sạch, nhỏ dung dịch TPPDD 1% lên trên miếng giấy lọc sao cho vừa đủ ẩm, không để quá ướt.
· Dùng que cấy có đầu que làm bằng sợi platin hay dùng đũa thủy tinh (không dùng đầu que cấy bằng sợi kim loại sắt, niken...) lấy một ít vi khuẩn đã hoạt hoá (18-24 giờ) bôi lên miếng giấy lọc.
· Sau 10 giây nếu vi khuẩn chuyển sang màu hồng tức là có oxydaza dương tính; nếu sau 60 giây mới chuyển màu là oxydaza âm tính.
· Chú ý: nếu dung dịch đã tự chuyển sang màu hồng rồi thì không được sử dụng. Nếu giấy lọc quá ướt sẽ cản trở khuẩn lạc tiếp xúc với không khí nên chuyển màu chậm, tạo nên âm tính giả.
3.2. Xét nghiệm catalaza
Mục đích: kiểm tra khả năng phân huỷ H2O2 của vi sinh vật nhờ sản sinh ra enzyme catalaza.
· Chuẩn bị dung dịch H2O2 nồng độ 3-10%, nhỏ một giọt lên phiến kính.
· Dùng đầu que cấy platin lấy một ít vi khuẩn mới hoạt hoá (24 giờ) trộn vào giọt H2O2 trên phiến kính.
· Nếu thấy sủi bọt là dương tính, không sủi bọt là âm tính.
· Có thể nhỏ trực tiếp dung dịch H2O2 lên khuẩn lạc trên thạch đĩa cũng cho kết quả tương tự.
Hình 3.1. Phản ứng sủi bọt khi tiếp xúc với dung dịch H2O2 của vi khuẩn có catalaza dương tính.
3.3. Khả năng lên men/ôxy hóa glucoza
Có thể dùng một trong hai môi trường sau để làm thí nghiệm
· Môi trường I:
Pepton 2 g
NaCl 5 g
K2HPO4 0,2 g
Glucoza 10 g
Thạch 6 g
Dung dịch BTB 1% 3 ml (pha trong một ít cồn 95%, sau đó mới thêm nước để thành dung dịch 1%)
Nước cất 1000 ml.
pH = 7,0 - 7,2.
Phân môi trường vào các ống nghiệm (4-5 ml), khử trùng ở 115 0C trong 20 phút.
· Môi trường II:
NH4H2PO4 0,5 g
K2HPO4 0,5 g
Cao men 0,5 g
Glucoza 10 g
Thạch 5-6 g
Dung dịch BTB 1% 3 ml (pha như trên)
Nước cất 1000 ml
pH = 7,0 - 7,2.
Phân môi trường vào ống nghiệm và khử trùng như trên.
· Lấy vi khuẩn mới hoạt hoá (18-24 h) cấy chích sâu vào môi trường bằng que cấy thẳng (mỗi chủng vi khuẩn cấy vào 4 ống). Bịt kín 2 ống nút bông bằng vaselin-paraffin (lấy vaselin làm chảy ra, thêm 1/3 dầu paraffin) để cách ly với không khí. Ngoài ra lấy thêm 2 ống không cấy vi khuẩn làm đối chứng. Theo dõi kết quả sau 1,2,3,7 và 14 ngày.
· Kết quả: - Nếu chỉ có ống không bịt kín sinh axit (chuyển màu vàng)
tức là vi khuẩn thuộc dạng ôxy hóa.
- Nếu cả ống không bịt và ống bịt kín đều sinh axit (chuyển màu vàng) tức là vi khuẩn thuộc dạng lên men.
3.4. Khả năng lên men đường, rượu
· Môi trường:
Cao thịt 3 g
Pepton 10 g
NaCl 5 g
Chất chỉ thị màu Andrade* 10 ml
(hay dung dịch Xanh bromophenol 0,2%)
Nước cất thêm đến 1000 ml
· Bổ sung đường với nồng độ 0,5%. Phân môi trường vào các ống nghiệm, mỗi ống 1ml.
· Đặt vào mỗi ống nghiệm 1 ống nhỏ (ống Durham) lộn ngược đầu để hứng khí CO2 sinh ra nếu vi khuẩn có khả năng lên men đường. Khử trùng trong 15 phút ở 121 0C. Đường arabinoza, xyloza, và các đường kép cần khử trùng riêng bằng màng lọc rồi mới bổ sung vào môi trường.
* Cách pha chất chỉ thị màu Andrade:
Fuchsin axit 0,5 g
NaOH 1M 16 ml
Nước cất 100 ml
Nếu dung dịch có màu hồng, dùng NaOH 0,1 M (1-2 ml) để trung hòa cho đến khi mất màu.
Xanh bromophenol (BPB):
2 g BPB, bổ sung dần 5 ml NaOH 0,1M, nghiền trong cối sứ, hòa với nước cất cho đủ 100 ml.
· Cấy vi khuẩn mới hoạt hoá vào các ống nghiệm, đặt ở 36 0C, theo dõi hiện tượng sinh axit sau 1-3 ngày. Có trường hợp cần dùng paraffin để bịt kín nút bông và theo dõi trong 14-30 ngày
· Nếu vi khuẩn có khả năng lên men đường (sinh axit) thì chất chỉ thị Andrade sẽ chuyển màu đỏ, chất chỉ thị BPB sẽ chuyển màu vàng lục.
Có thể làm cách khác như sau:
· Với vi khuẩn nói chung dùng môi trường I (xem mục 3.3), thay glucoza các đường khác hay rượu (nồng độ 1).
· Với vi khuẩn sinh bào tử dùng môi trường sau:
(NH4)2HPO4 1 g
KCl 0,2 g
MgSO4 0,2 g
Cao men 0,2 g
Thạch 5-6 g
Đường hay rượu 10 g
Nước cất 1000 ml
Dung dịch BTB 0,04% 15 ml
pH = 7,0-7,2.
Phân môi trường vào các ống nghiệm (4-5 ml), khử trùng ở 112 0C trong 30 phút.
· Với vi khuẩn lactic dùng môi trường sau:
Pepton 5 g
Cao thịt 5 g
Cao men 5 g
Tween 80 0,5 ml
Thạch 5-6 g
Nước cất (hay nước máy) 1000 ml
Dung dịch BTB 1,6% 1,4 ml
pH = 6,8-7,0.
Phân môi trường vào ống nghiệm, khử trùng tại 112 0C trong 30 phút.
· Lấy vi khuẩn mới hoạt hoá (18-24 giờ) cấy trích sâu vào môi trường thạch, đặt ở nhiệt độ thích hợp và quan sát sau 1,3,5 ngày.
· Nếu chỉ thị màu biến vàng là vi khuẩn có khả năng lên men sinh axit (phản ứng dương tính); nếu vẫn giữ màu lam là phản ứng âm tính.
3.5. Phản ứng M.R. (Đỏ Methyl - Methyl Red)
· Môi trường:
Pepton 5 g
Glucoza 5 g
K2HPO4 hoặc NaCl 5 g
Nước cất 1000 ml.
pH = 7,0 - 7,2.
Phân môi trường vào ống nghiệm (4-5 ml), khử trùng ở 115 0C trong 30 phút.
· Thuốc thử:
Đỏ Methyl 0,1 g
Etanol 95% 300 ml
Nước cất 200 ml.
· Cấy vi khuẩn vào môi trường (lặp lại 2 lần), đặt ở nhiệt độ thích hợp trong 2-6 ngày (nếu kết quả âm tính cần kéo dài thêm thời gian). Với Vi khuẩn đường ruột thuộc họ Enterobacteriaceae, đặt ống nuôi cấy ở 37 0C và kiểm tra sau 4 ngày.
· Nhỏ 1 giọt thuốc thử vào dịch nuôi cấy, nếu chuyển màu đỏ là phản ứng dương tính, màu vàng là âm tính (màu đỏ ở pH 4,4; màu vàng ở pH 6,0).
Hình 3.2. Chất chỉ thị đỏ methyl chuyển màu khi tiếp xúc
với dịch nuôi cấy vi khuẩn lên men đường.
3.6. Phản ứng V.P. (Voges-Proskauer)
· Môi trường: xem phần 3.5.
· Thuốc thử:
Creatin 0,3% (hoặc để nguyên dạng tinh thể)
NaOH 40%
· Cấy vi khuẩn mới hoạt hoá, đặt ở nhiệt độ thích hợp trong 2-6 ngày.
· Bổ sung NaOH 40% (bằng thể tích dịch nuôi cấy), sau đó nhỏ một ít dung dịch creatin (hoặc thêm một ít tinh thể), đợi khoảng 10 phút (có khi lâu hơn). Nếu dịch thể chuyển màu đỏ là phản ứng dương tính.
Cách khác:
· Môi trường Clark-Lubs:
Pepton 3 g
K2HPO4 5 g
Glucoza 5 g
pH = 7,5.
· Phản ứng V.P: nhỏ 5 giọt dung dịch alpha naphtol 6% (trong cồn 90%, giữ ở 4 °C trước khi dùng) và 5 giọt NaOH 16% (trong nước), lắc nhẹ. Nếu dịch thể chuyển sang màu đỏ nâu là phản ứng dương tính, màu vàng nhạt là âm tính.
· Phản ứng M.R: nhỏ 2-3 giọt dung dịch Đỏ methyl 0,5% (trong cồn 60%), lắc nhẹ. Nếu dịch thể chuyển màu đỏ là phản ứng dương tính, màu vàng nhạt hay không màu là âm tính.
Hình 3.3. Ví dụ minh hoạ kết quả phản ứng V.P. và M.R.
3.7. Phản ứng ONPG-aza (O-nitrophenyl-β-D-galactopyranosidase)
· Môi trường:
ONPG 0,6 g
Đệm phosphat 0,01M pH 7,5 100 ml
Dung dịch pepton 1% (pH 7,5) 300 ml.
(Hoà 0,6 g ONPG trong 100 ml dung dịch đệm, khử trùng bằng màng lọc, sau đó trộn với 300 ml dung dịch pepton đã khử trùng).
Bằng thao tác vô khuẩn phân môi trường vào các ống nghiệm nhỏ, bảo quản ở 4 °C trong vòng 1 năm.
· Cắt những khoanh giấy lọc, khử trùng 112 °C, 30 phút.
· Nhỏ vào mỗi khoanh giấy lọc một giọt dung dịch sau:
ONPG 0,06 g
Na2HPO4.2H2O 0,017 g
Nước cất 10 ml
Làm khô ở 37 0C trong 24 giờ, bảo quản trong các ống nghiệm có nút xoáy ở nhiệt độ phòng.
· Cấy vi khuẩn mới hoạt hoá (1 vòng que cấy) vào môi trường đã chuẩn bị như trên, đặt ở nhiệt độ thích hợp trong 24 giờ.
· Ly tâm dịch nuôi cấy thu tế bào, làm dịch huyền phù đậm đặc trong 0,5 ml nước muối sinh lý.
· Đưa khoanh giấy ONPG vào dịch huyền phù, giữ ở 35-37 0C trong 24 giờ.
Quan sát kết quả: màu vàng là phản ứng dương tính (Escherichia coli); không màu là âm tính (Salmonella paratyphi B).
Proteus mirabilis- ONPG (ống thứ 8) âm tính
Serratia marcescens- ONPG (ống thứ 8) dương tính
Hình 3.4. Ví dụ minh hoạ kết quả phản ứng OPNG-aza
3.8. Khả năng thủy phân tinh bột
· Môi trường: Bổ sung tinh bột tan (0,2%) vào môi trường nước thịt pepton, khử trùng ở 121 0C trong 20 phút, đổ đĩa Petri.
· Lấy vi khuẩn mới hoạt hoá cấy vạch hay cấy chấm lên đĩa thạch. Sau 2-5 ngày nhỏ thuốc thử Lugol (xem phần nhuộm Gram) lên vết cấy để quan sát khả năng phân giải tinh bột. Nếu thuốc thử Lugol không bắt màu quanh vết cấy tức là vi khuẩn có khả năng phân giải tinh bột.
Hình 3.5. Phản ứng với dịch Lugol kiểm tra khả năng phân giải tinh bột của vi khuẩn.
3.9. Khả năng tạo tinh thể Dextrin
· Môi trường: hoà 50 g bột gạo vào 200 ml nước, quấy kỹ, thêm 20 g CaCO3, sau đó bổ sung dần dần 750 ml nước sôi, đồng thời quấy đều rồi đun sôi 10 phút. Phân môi trường vào các ống nghiệm (15 ml/ống), khử trùng ở 121 0C trong 30 phút.
· Cấy vi khuẩn mới hoạt hoá (18-24 giờ) vào môi trường trên, đặt ở 300C trong 5-10 ngày.
· Bổ sung 1ml dung dịch tinh bột 3%, giữ ở 40 0C trong 15 phút.
· Lấy 3 giọt dịch trong phía trên hoà với 1 giọt dung dịch Lugol và dàn lên phiến kính, làm khô trong không khí và quan sát dưới kính hiển vi.
· Nếu được sản sinh ra, những tinh thể dextrin hình lục giác bắt màu lam có thể quan sát được ở sát mép vết bôi.
3.10. Khả năng phân giải celluloza
· Môi trường khoáng:
NH4NO3 1 g
K2HPO4 0,5 g
KH2PO4 0,5 g
MgSO4. 7H2O 0,5 g
NaCl 1 g
CaCl2 0,1 g
FeCl3 0,02 g
Cao men 0,05 g
Nước cất 1000 ml
pH = 7,0- 7,2.
Phân môi trường vào ống nghiệm, khử trùng ở 121 0C trong 20 phút.
· Môi trường Pepton:
Pepton 5 g
NaCl 5 g
Nước máy 1000 ml
pH = 7,0-7,2
Phân môi trường vào ống nghiệm, khử trùng ở 121 0C trong 20 phút.
· Cho vào ống nghiệm một băng giấy lọc dài 5-7 cm (với vi khuẩn hiếu khí để một phần băng giấy lọc nhô lên khỏi môi trường; với vi khuẩn kỵ khí thỉ để băng giấy lọc ngập trong môi trường).
· Cấy vi khuẩn mới hoạt hoá, đặt ở nhiệt độ thích hợp, quan sát ảnh hưởng của vi khuẩn tới băng giấy lọc sau 1-4 tuần. Nếu vi khuẩn phát triển và làm nát giấy lọc tức là chúng có khả năng phân giải celluloza (phản ứng dương tính); âm tính là không làm biến đổi giấy lọc.
Cách khác:
· Đổ vào đĩa Petri một lớp thạch 2% (15 ml thạch cho một đĩa Æ 9 cm).
· Bổ sung bột celluloza (0,8%) và thạch (1,5%) vào môi trường ghi ở trên, đổ 5 ml lên trên lớp thạch 2% đã chuẩn bị trong đĩa Petri.
· Cấy vi khuẩn mới hoạt hoá thành điểm trên môi trường, đặt ở nhiệt độ thích hợp trong 1-4 tuần và quan sát vòng phân giải celluloza được tạo ra quanh vết cấy.
3.11. Khả năng thủy phân pectin
· Môi trường:
Cao men 5 g
CaCl2.2H2O 0,5 g
Thạch 8 g
Na-polypectat 10 g
Nước cất 1000 ml
NaOH 1N 9 ml
Dung dịch BTB 0,2% 12,5 ml.
Để hoà tan Na-polypectat và các thành phần khác cần khuấy mạnh và làm nóng môi trường trong nồi cách thủy. Khử trùng ở 121 0C không quá 5 phút rồi đổ đĩa Petri.
· Cấy vi khuẩn mới hoạt hoá thành 8 chấm trên thạch đĩa, đặt ở nhiệt độ thích hợp 3 ngày rồi quan sát. Nếu quanh vết cấy có vệt lõm xuống là dương tính (Erwinia carotova); không có vệt lõm xuống là âm tính (Erwinia herbicola).
3.12. Khả năng thủy phân Esculin
· Môi trường:
Bổ sung Esculin (0,1%) và citrat sắt (0,05%) vào môi trường nước thịt pepton. Phân môi trường vào các ống nghiệm để làm thạch nghiêng. Khử trùng ở 121 0C trong 20 phút.
· Cấy vi khuẩn mới hoạt hoá (18-24 giờ), đặt ở nhiệt độ thích hợp sau 3,7 và 14 ngày rồi lấy ra để quan sát.
· Kết quả: xuất hiện sắc tố màu đen nâu là phản ứng dương tính, không có là âm tính
3.13. Khả năng tạo Dextran và Levan
· Môi trường
Casein thủy phân 15 g
Pepton 5 g
Đường kính 50 g
K2HPO4 4 g
Thạch 10 g
Nước cất 1000 ml
Dung dịch Xanh Trypan (Tripan blue) 1% trong nước 7,5 ml
Dung dịch Tím kết tinh 1% trong nước 0,1 ml
pH 7,0
Khử trùng ở 115 0C trong 20 phút. Để nguội đến 50 0C, thêm 1ml dung dịch Kali-tellurit 1% (đã khử trùng bằng màng lọc) rồi đổ đĩa Petri.
· Cấy ria để tạo khuẩn lạc đơn. Đặt ở 37 0C trong 24 giờ, sau đó giữ thêm ở nhiệt độ phòng trong 24 giờ.
· Vi khuẩn sinh dextran sẽ có khuẩn lạc nhỏ, màu lam tối, bề mặt nhầy và mọc lõm vào thạch (loài Streptococcus sanguis).
Vi khuẩn sinh levutan có khuẩn lạc nhầy màu phấn hồng (Streptococcus salivarius).
Nếu không sinh dextran và levan thì vi khuẩn có màu lam nhạt hoặc tối, kích thước nhỏ, dễ hóa sữa (Streptococcus mitis).
3.14. Xác định 3-Ketolactoza
· Môi trường:
Lactoza 10 g
Cao men 1 g
Thạch 20 g
Nước cất 1000 ml
pH = 7,0-7,2
Khử trùng ở 115 0C trong 20-30 phút, đổ đĩa Petri.
· Lấy vi khuẩn mới hoạt hoá (18-24 giờ) cấy điểm lên thạch đĩa, đặt ở nhiệt độ thích hợp trong 2 ngày để tạo khuẩn lạc rõ rệt.
· Pha thuốc thử Benedict:
CuSO4.5H2O 17,3 g
Na2CO3 (khan) 100 g
Na-Citrat 173 g
Nước cất thêm tới 1000 ml
Cách pha: hoà Na2CO3 và Na-Citrat trong 600 ml nước cất, lọc trong, sau đó thêm nước tới 850ml. Hoà tan CuSO4 trong 100 ml nước, bổ sung nước cho tới 150 ml. Cuối cùng trộn dung dịch CuSO4vào dung dịch đầu, vừa đổ vừa khuấy.
· Nhỏ thuốc thử Benedict lên khuẩn lạc trên mặt đĩa thạch, để từ 30 phút trở lên ở nhiệt độ phòng.
· Kết quả: nếu quanh khuẩn lạc xuất hiện những kết tủa màu nâu thì là phản ứng dương tính, nếu không thì là âm tính.
3.15. Khả năng khử Nitrat
· Môi trường:
Nước thịt pepton 1000 ml
KNO3 1 g
pH = 7,0-7,6
Phân môi trường vào các ống nghiệm (4-5 ml/ống), khử trùng ở 121 0C trong 15-20 phút.
· Chuẩn bị thuốc thử Griess:
Dung dịch A: Acid sulfanilic 0,5 g
Acid acetic loãng (khoảng 10%) 150 ml.
Dung dịch B: Alpha Naphtylamin 0,1 g
Nước cất 20 ml
Acid acetic loãng (khoảng 10%) 150 ml.
· Chuẩn bị thuốc thử Diphenylamin: 0,5 g Diphenylamin hòa vào 100 ml H2SO4 đặc, thêm 20ml nước cất.
· Cấy vi khuẩn mới hoạt hoá vào môi trường (mỗi chủng cấy 2 ống), đặt ở nhiệt độ thích hợp trong 1,3,5 ngày. Chọn 2 ống không cấy vi khuẩn để làm đối chứng.
· Lấy ống nghiệm sạch và bổ sung lần lượt các dung dịch như sau:
Dịch nuôi cấy vi khuẩn (hoặc môi trường ở ống đối chứng)
1 giọt dung dịch A
1 giọt dung dịch B
· Kết quả:
- Nếu dịch nuôi cấy chuyển màu (đỏ, hồng, da cam hay nâu) là biểu thị có nitơrit, tức là vi khuẩn có khả năng khử Nitrat.
- Nếu dịch nuôi cấy không chuyển màu, thêm 1-2 giọt thuốc thử Diphenylamin để kiểm tra sự có mặt của Nitrat (chuyển màu xanh lam là có Nitrat chứng tỏ vi khuẩn không khử Nitrat; không chuyển màu tức là Nitrat đã được khử hết và nitơrit được khử tiếp tục thành các chất khác như N2).
· Chú ý: phản ứng khử Nitrat thực hiện trong điều kiện kỵ khí, vì vậy không được phân vào ống nghiệm quá ít môi trường.
Đối với các vi khuẩn khác nhau nitơrit có thể là sản phẩm cuối cùng của quá trình khử Nitrat, nhưng cũngcó thể chỉ là sản phẩm trung gian. Ngoài ra, tốc độ khử của các loài cũng khác nhau, vì thế cần theo dõi thường xuyên màu sắc của môi trường. Trong mọi trường hợp cần phải làm thêm phản ứng với chất chỉ thị diphenylamin.
3.16. Khả năng khử Nitrit
· Môi trường:
Peptone 5 g
NaNO2 1 g
Nước cất 1000 ml
pH = 7,3-7,4
Phân môi trường vào các ống nghiệm, khử trùng ở 121 0C trong 15 phút.
· Chuẩn bị thuốc thử Griess: giống như phần khử Nitrat.
· Cấy vi khuẩn, đặt ở 30 0C trong 1,3,7 ngày rồi làm phản ứng xác định.
· Nhỏ vào dịch nuôi cấy 1 giọt dung dịch A và 1 giọt dung dịch B (xem phần khử Nitrat), lắc nhẹ. Nếu mất màu đỏ và sinh ra NH3 là kết quả dương tính (Alcaligenes odorans); nếu vẫn giữ màu đỏ là phản ứng âm tính, không khử nitơrit (Acinetobacter calcoaceticus).
3.17. Khả năng phản nitrat hóa (Denitrification)
· Môi trường:
Nước thịt pepton 100 ml
KNO3 1 g
pH = 7,2-7,4
Phân môi trường vào các ống nghiệm (4-5 ml), khử trùng ở 121 0C trong 30 phút.
· Cấy vi khuẩn mới hoạt hoá. Dùng vaselin bịt kín nút để ngăn ôxy, đặt ở nhiệt độ thích hợp trong 1-7 ngày và quan sát sự phát triển của vi khuẩn (tăng độ đục của dịch nuôi cấy, sinh khí NH3). Vi khuẩn có phát triển là phản ứng dương tính, không phát triển là âm tính.
3.18. Khả năng sinh amonia
· Môi trường:
Pepton 5 g
Nước cất 1000 ml
pH= 7,2
Phân môi trường vào các ống nghiệm, khử trùng ở 121 0C trong 15-20 phút.
· Chuẩn bị thuốc thử Nessler:
Hoà tan 20 g IK trong 50 ml nước; bổ sung I2Hg cho đến khi bão hòa (khoảng 32g), sau đó thêm 460 ml nước. Cuối cùng bổ sung 134 g KOH. Bảo quản trong lọ tối ở nhiệt độ phòng.
· Cấy vi khuẩn mới hoạt hoá (18-24 giờ), đặt ở nhiệt độ thích hợp trong 1,3,5 ngày.
· Lấy vào ống nghiệm sạch một ít dịch nuôi cấy, nhỏ vài giọt thuốc thử Nessler. Nếu xuất hiện kết tủa màu vàng nâu là phản ứng dương tính.
3.19. Xét nghiệm Ureaza
Mục đích: kiểm tra khả năng phân huỷ urê nhờ enzyme ureaza
· Môi trường:
Pepton 1 g
NaCl 5 g
Glucoza 1 g
KH2PO4 2 g
Dung dịch Đỏ phenol 0,2% trong nước 6 ml
Thạch 20 g
Nước cất 1000 ml
Khử trùng xong chỉnh pH đến 6,8-6,9, môi trường có màu vàng hơi ánh đỏ là được. Phân môi trường vào các ống nghiệm để làm thạch nghiêng. Khử trủng lại ở 115 0C trong 30 phút.
· Chuẩn bị dung dịch Urê 20%, khử trùng bằng màng lọc, bổ sung vào các ống nghiệm khi đã nguội đến 50-55 0C (đạt nồng độ Urê 2%), đặt thạch nghiêng.
· Cấy vi khuẩn mới hoạt hoá, đặt ở nhiệt độ thích hợp, sau 2-4 giờ lấy ra quan sát. Kết quả âm tính cần tiếp tục quan sát sau 4 ngày.
· Kết quả: môi trường chuyển màu đỏ cánh đào là phản ứng dương tính, màu sắc không thay đổi là âm tính.
· Chú ý: cần làm đối chứng âm tính (không bổ sung Urê), nhất là khi xác định các loàiPseudomonas, và đối chứng dương tính (so sánh với 1 chủng đã biết có hoạt tính ureaza).
Làm cách khác:
· Cấy vi khuẩn vào môi trường thạch nghiêng nói trên và xác định hoạt tính ureaza sau 3 ngày và 7 ngày.
· Lấy vi khuẩn từ thạch nghiêng làm dịch huyền phù đậm đặc trong ống nghiệm sạch.
· Nhỏ 1 giọt Đỏ phenol vào dịch huyền phù, chỉnh pH đến 7 (Đỏ phenol chuyển từ vàng sang da cam).
· Chia dịch huyền phù vào 2 ống nghiệm sạch. Trong ống 1 thêm vài tinh thể Urê (khoảng 0,05-0,1 g), ống thứ 2 giữ nguyên để làm đối chứng. Sau vài phút nếu dịch trong ống 1 (có Urê) chuyển sang kiềm (Đỏ phenol chuyển màu đỏ), biểu thị vi khuẩn có hoạt tính Ureaza; nếu không thì là âm tính.
3.20. Xét nghiệm sinh Indol
· Môi trường:
Dung dịch Pepton 1% trong nước
pH đến 7,2- 7,6.
Phân môi trường vào các ống nghiệm (1/3-1/4 thể tích ống), khử trùng ở 115 0C trong 30 phút.
· Chuẩn bị thuốc thử:
Para-dimethyl-amino-benzaldehyde 8g
Etanol 95% 760 ml
HCl đặc 160 ml
· Cấy vi khuẩn mới hoạt hoá (18-24 giờ), đặt ở nhiệt độ thích hợp và làm phép thử tại các thời điểm 1, 2, 4, 7 ngày.
· Nhỏ thuốc thử theo mép ống nghiệm (tạo thành lớp dày 3-5 mm). Giữa hai lớp thuốc thử và dịch nuôi cấy nếu có màu đỏ là phản ứng dương tính. Nếu màu sắc không rõ rệt thì thêm 4-5 giọt eter vào dịch nuôi cấy, lắc nhẹ làm cho eter khuếch tán vào lớp dịch, để yên một lát khi eter nổi lên bề mặt thì lại thêm thuốc thử nói trên. Nếu trong môi trường có indol thì sẽ xuất hiện màu đỏ trong lớp eter.
Hình 3.5. Thuốc thử chuyển màu đỏ khi trong dịch nuôi cấy có indol.
3.21. Xét nghiệm Phenylalanin desaminaza
(kiểm tra khả năng chuyển hoá nhóm amin (-NH2) trong acid amin)
· Môi trường:
Cao men 3 g
Na2HPO4 1 g
DL-Phenylalanin (hoặc L-Phenylalanin) 1 g
NaCl 5 g
Thạch 12 g
Nước cất 1000 ml
pH = 7,0
Phân môi trường vào các ống nghiệm, khử trùng ở 121 0C trong 10 phút, đặt thạch nghiêng.
· Thuốc thử: dung dịch FeCl3 10% (W/V)
· Cấy vi khuẩn mới hoạt hoá, đặt ở 37 0C, làm phép thử sau 4 giờ hoặc 8-24 giờ.
· Nhỏ 4-5 giọt thuốc thử lên bề mặt thạch nghiêng có vi khuẩn phát triển, nếu xuất hiện màu lục là phản ứng dương tính (do sản sinh ra acid Phenylpyruvic), nếu không đổi màu thì là phản ứng âm tính.
Hình 3.6. Thí nghiệm kiểm tra phenylalanin desaminaza.
3.22. Tryptophan desaminaza
Có hai cách kiểm tra:
Cách thứ nhất:
xác định đồng thời Tryptophan desaminaza, Ureaza và khả năng sinh Indol.
· Môi trường:
L-Tryptophan 3 g
KH2PO4 1 g
K2HPO4 1 g
NaCl 5 g
Etanol 95% 10 ml
Nước cất 900 ml.
Thêm Đỏ phenol (khoảng 25- 30mg)
pH = 6,8-6,9
Phân môi trường vào các bình tam giác, khử trùng ở 121 0C trong 20 phút.
· Hoà 20 g Urê vào 100ml nước, khử trùng bằng màng lọc, bổ sung vào môi trường đã chuẩn bị ở trên (thao tác vô trùng). Phân môi trường vào các ống nghiệm vô khuẩn (3-4 ml).
· Cấy vi khuẩn mới hoạt hoá (18-24 giờ), nuôi ở nhiệt độ thích hợp trong 24 giờ.
· Lấy ra 2-4 giọt dịch nuôi cấy, thêm 1 giọt dung dịch FeCl3 (khoảng 33%). Nếu hiện màu nâu đỏ là phản ứng Tryptophan desaminaza dương tính, không hiện màu là phản ứng âm tính. Dùng vi khuẩn Proteus làm đối chứng dương tính.
· Nếu môi trường sau khi nuôi cấy vi khuẩn chuyển từ màu vàng sang đỏ là biểu hiện có hoạt tính Ureaza. Dùng thuốc thử para-dimethylaminobenzaldehyd để kiểm tra sự hình thành indol. Nếu không định kiểm tra ureaza thì không cần bổ sung Đỏ phenol và Urê vào môi trường.
Cách 2 thứ hai:
· Chuẩn bị hoá chất:
L-Tryptophan 0,2-0,5%
Nước muối sinh lý hoặc dung dịch đệm phosphat pH 6,8
Dịch A: 50 ml KH2PO4 0,2 M (27,2g/L)
Dịch B: 23,6 ml Na2CO3 0,2 M (8g/L)
Trộn dịch A và B với nhau
FeCl3 33%
· Cấy vi khuẩn vào môi trường thạch nghiêng nước thịt pepton, đặt ở nhiệt độ thích hợp trong 24 giờ.
· Lấy 4 ống nghiệm sạch, thêm vào mổi ống 4 giọt dung dịch L- Tryptophan 0,2-0,5% và 4 giọt nước muối sinh lý (hay dung dịch đệm phosphat pH 6,8).
· Lấy vi khuẩn từ thạch nghiêng làm thành dịch huyền phù đậm đặc trong 2 ống, để lại 2 ống làm đối chứng, giữ ở nhiệt độ phòng trong 15-20 phút.
· Thêm vào mỗi ống 1 giọt dung dịch FeCl3 (33%). Nếu hiện màu nâu đỏ là phản ứng dương tính, không đổi màu là âm tính. Có thể dùng vi khuẩn Proteus làm đối chứng dương tính.
3.23. Carboxylaza đối với Ornithin, Lysin, và Arginin
· Môi trường:
Pepton 5 g
Cao thịt 5 g
D-Glucoza 0,5 g
Bromocresol purple (BCP) 1,6% 0,625 ml
Đỏ Cresol 0,2% 2,5 ml
Thạch 3-6 g
Nước cất 1000 ml
Hòa tan các thành phần trên trong nồi cách thủy, chỉnh đến pH 6, thêm chỉ thị màu.
· Chia môi trường thành 4 phần đều nhau, bổ sung từng chất L-Ornithin, L-Lysin, L-Arginin với nồng độ 1% (nếu dùng DL-acid amin thì lấy nồng độ 2%), sau đó chỉnh pH đến 6,0-6,3. Một phần không thêm acid amin dùng làm đối chứng. Phân vào các ống nghiệm nhỏ (mỗi ống 3-4 ml), khử trùng ở 121 0C trong 10 phút. Môi trường chứa Ornithin có thể tạo một ít kết tủa nhưng không ảnh hưởng đến kết quả thí nghiệm.
· Cấy vi khuẩn mới hoạt hoá (18-24 giờ), sau đó đổ vaselin bịt kín nút, nuôi ở điều kiện thích hợp. Vi khuẩn đường ruột thuộc họ Enterobacterobacteriaceae cần nuôi ở 37 0C trong 4 ngày và theo dõi kết quả hàng ngày. Các vi khuẩn phi lâm sàng nuôi ở 30 0C, quan sát trong 7 ngày. Nếu chỉ thị màu chuyển sang màu tía hay màu tía có ánh đỏ là dương tính, nếu màu vàng (như ống đối chứng) là âm tính. Vi khuẩn đường ruột thường biểu hiện phản ứng dương tính sau 1-2 ngày, nhưng cũng có khi chậm hơn, cần theo dõi qua 3-4 ngày.
3.24. Arginin dihydrolaza
· Môi trường Thornley:
Pepton 1 g
NaCl 5 g
K2HPO4 0,3 g
Thạch 6 g
Đỏ Phenol 0,01 g
L-Arginat 10 g
Nước cất 1000 ml
pH = 7,0-7,2.
Phân môi trường vào các ống nghiệm (4-5 ml), khử trùng ở 121 0C trong 15 phút. Chú ý làm ống đối chứng không có Arginat.
· Cấy vi khuẩn mới hoạt hoá, dùng vaselin bịt kín nút ống nghiệm, nuôi ở nhiệt độ thích hợp trong 3, 7, 14 ngày để quan sát. Môi trường chuyển sang màu đỏ là dương tính, không chuyển màu là âm tính.
3.25. Acetylamin
· Dung dịch Acetylamin:
Acetylamin 2 g
Nước cất 20 ml
(không cần khử trùng)
· Dung dịch đệm:
K2HPO4 0,4 g
KH2PO4 0,1 g
KCl 8 g
Nước cất 1000 ml
Khử trùng ở 115 0C trong 20 phút.
· Dung dịch làm thí nghiệm: Pha loãng dung dịch Acetylamin trong dung dịch đệm theo tỷ lệ 1:99 vol/vol.
· Thuốc thử Nessler:
KI 5 g
Nước cất 5 ml
Thêm dịch HgCl2 bão hoà, để lạnh cho đến khi lắc mạnh mà vẫn còn một ít kết tủa thì dừng. Thêm 40ml NaOH 9N rồi bổ sung nước đến 100 ml.
Lấy 1 vòng que cấy vi khuẩn trộn với dịch thí nghiệm nói trên, đặt ở nhiệt độ thích hợp trong 24 giờ. Thêm 1 giọt thuốc thử Nessler. Phản ứng là dương tính khi tạo kết tủa màu đỏ nâu hay nâu (vi khuẩn Comamonas acidovorans), phản ứng âm tính khi thấy màu vàng (Pseudomonas stutzeri).
3.26. Thủy phân Hippurat ; Phương pháp Yong & Thompson
(dùng khi định tên Streptococcus, Campylobacter và Gardnerella vaginalis):
· Dung dịch cơ chất:
Na-Hippurat 0,25 g
Nước cất 25 ml
Khử trùng bằng màng lọc
· Thuốc thử :
Ninhydrin 3,5 g
Aceton-butanol (1:1 vol/vol) 100 ml
Bảo quản trong lọ tối
· Cấy 2 giọt huyền phù vi khuẩn vào dung dich cơ chất, giữ ở 37 0C trong 1 giờ. Thêm 2 giọt thuốc thử, giữ 15 phút.
· Phản ứng là dương tính nếu xuất hiện màu đỏ tía (Campylobacter jejuni, Gardnerella vaginlis, Streptococcus agalactiae), phản ứng là âm tính nếu sau 15 phút chưa đổi màu (Campylobacter coli, Streptococcus agalactiae).
· Chú ý: lượng vi khuẩn cấy phải thỏa đáng, thời gian ủ trước và sau khi thêm thuốc thử phải chuẩn xác. Tránh ánh sáng khi giữ thuốc thử.
Phương pháp Baird-Parker:
· Môi trường:
Pepton tụy tạng 10 g
Cao thịt 1 g
Glucoza 1 g
NaH2PO4 5 g
Na-Hyppurat 10 g
Nước cất 1000 ml
Phân môi trường vào các ống nghiệm, khử trùng ở 121 0C trong 30 phút.
· Thuốc thử:
H2SO4 đặc 50 ml
Nước cất 50 ml
Đổ từ từ H2SO4 đặc vào nước cất
· Cấy vi khuẩn mới hoạt hoá (18-24 giờ) vào môi trường trên, nuôi ở nhiệt độ thích hợp trong thời gian 4-6 tuần.
· Phản ứng xét nghiệm: trộn 1 ml dịch nuôi cấy với 1,5 ml thuốc thử. Phản ứng là dương tính khi xuất hiện tinh thể (do Hyppyrat được chuyển hoá thành Benzoin); không xuất hiện tinh thể là âm tính.
3.27. Hoạt tính ADN-aza
Môi trường:
Pepton casein
Pepton đậu tương
NaCl
ADN
Toluid-Blue
Thạch
Nước cất
10 g
5 g
5 g
2 g
0,1 g (có thể pha thành dung dịch rồi cho vào)
15 g
1000 ml
Hoà tan các thành phần của môi trường bằng nhiệt, sau đó bổ sung ADN và Toluid-blue, trộn đều rồi phân vào bình. Khử trùng ở 121 0C trong 30 phút, đổ thạch đĩa.
· Cấy vi khuẩn mới hoạt hoá (18-24 giờ) thành điểm trên đĩa thạch, nuôi ở điều kiện thích hợp trong 2 ngày.
· Phản ứng là dương tính trong trường hợp quanh cụm cấy có vòng màu đỏ (dùng chủng Salmonella để làm đối chứng dương tính).
3.28. Hoạt tính Phosphataza
· Môi trường:
Làm nóng chảy môi trường thạch-nước thịt-pepton (đã khử trùng)
Thêm 1% Phenolphthalein diphosphat (khử trùng bằng màng lọc).
Đổ thạch đĩa.
· Cấy vi khuẩn mới hoạt hoá thành điểm trên thạch đĩa, nuôi ở điều kiện thích hợp trong 2 ngày.
· Phản ứng xét nghiệm: lấy 0,1ml nước amonia phủ lên mặt thạch, sau 20 phút xem kết quả. Phản ứng là dương tính nếu khuẩn lạc chuyển màu đỏ phấn (Staphylococcus aureus); không chuyển màu là âm tính.
3.29. Khả năng làm dịch hóa Gelatin
· Môi trường:
Pepton 5 g
Gelatin 100-150 g
Nước cất 1000 ml
pH = 7,2-7,4
Phân môi trường vào các ống nghiệm (4-5 ml), khử trùng ở 115 0C trong 20 phút.
· Cấy vi khuẩn mới hoạt hoá (18-24 giờ) chích sâu vào môi trường gelatin, giữ 2 ống không cấy làm đối chứng, nuôi ở 20 0C trong thời gian 2,7,10,14,30 ngày.
· Quan sát khả năng làm dịch hoá gelatin tại nhiệt độ phòng từ 20 0C trở xuống. Nếu bề mặt môi trường gelatin không lõm xuống, gelatin vẫn ở trạng thái ổn định là phản ứng âm tính (không sinh gelatinaza); nếu một phần hay toàn bộ gelatin hóa lỏng thì là phản ứng dương tính. Nếu so với đối chứng âm tính thấy vi khuẩn đã mọc, gelatin chưa hóa lỏng nhưng bề mặt lõm xuống thì cũng vẫn coi là dương tính (mức độ dịch hóa thấp). Nếu vi khuẩn hoàn toàn không sinh trưởng thì có thể là không mọc được trên gelatin hoặc môi trường cơ sở chưa thích hợp.
· Chú ý:
- Nếu vi khuẩn chỉ sinh trưởng ở nhiệt độ trên 20 0C, lúc quan sát gelatin hoá lỏng cần đặt ống nuôi cấy một lúc vào nước lạnh rồi so sánh với đối chứng âm tính.
- Khử trùng ở nhiệt độ quá cao hay quá thấp đều ảnh hưởng đến kết quả, nên khử trùng ở 115 0C trong 15 phút.
- Gelatin chất lượng không đều nhau, lượng dùng khó thống nhất, nên chọn nồng độ tạo đông tốt ở 20 0C là được. Nên dùng thống nhất một loại gelatin cho toàn bộ thí nghiệm.
Hình 3.7. Ví dụ minh hoạ kết quả kiểm tra khả năng làm dịch hoá gelatin (sinh gelatinaza),Escherichia coli- âm tính, Pseudomonas aeruginosa- dương tính.
3.30. Hoạt tính Lipaza (với Tween 80)
· Môi trường:
Pepton 10 g
NaCl 5 g
CaCl2. 2H2O 0,1 g
Thạch 9 g
Nước cất 1000 ml
pH = 7,4.
Khử trùng ở 121 0C trong 20 phút, để nguội đến 50 0C rồi thêm Tween 80 đến nồng độ 1%, đổ thạch đĩa (có thể thay Tween 80 bằng dầu tributyrin).
· Cấy vi khuẩn mới hoạt hoá (18-24 giờ) thành vạch, nuôi trong 7 ngày, hàng ngày lấy ra quan sát.
· Phản ứng là dương tính nếu quanh vết cấy có vạch trong, nếu không có thì là âm tính.
Hình 3.8. Ví dụ minh hoạ kết quả phản ứng thử hoạt tính Lipaza: âm tính - Salmonella typhimurium (bên trái), dương tính - P. aeruginossa (bên phải).
3.31. Hoạt tính Lipaza (với dầu ngô)
· Môi trường:
Pepton 10 g
Cao 3 g
NaCl 3 g
Thạch 20 g
Xanh Victoria (Victoria Blue)
dung dịch 1:5000 trong nước 100 ml
Dầu ngô 50 ml
Nước cất 900 ml.
Hoà tan các thành phần của môi trường (trừ dầu ngô) bằng đun nóng, sau đó bổ sung dầu ngô, khuấy đều bằng máy khuấy từ, chỉnh đến pH 7,8. Phân môi trường vào các ống nghiệm, khử trùng ở 115 0C trong 30 phút. Đặt thạch nghiêng hoặc đổ thạch đĩa, môi trường có màu đỏ nhạt.
· Cấy vi khuẩn mới hoạt hoá (18-24 giờ), nuôi ở nhiệt độ thích hợp trong 24 giờ.
· Quan sát: phản ứng là dương tính khi môi trường chuyển sang màu lam, không chuyển màu là âm tính.
Hình 3.9. Ví dụ minh hoạ kết quả phản ứng thử hoạt tính lipaza với dầu ngô.
3.32. Hoạt tính Lecithinaza
· Trộn lòng đỏ trứng với cùng trọng lượng nước muối sinh lý (thao tác vô trùng) tạo thành dịch huyền phù.
· Lấy ra 10 ml dịch huyền phù trên hòa tan vào môi trường thạch-nước thịt-pepton vừa khử trùng, để nguội đến 50-55 0C rồi đổ đĩa Petri.
· Cấy vi khuẩn mới hoạt hoá (18-24 giờ) thành điểm trên đĩa thạch, mỗi điểm đường kính khoảng 2-3mm. Cấy 5-7 chủng trên một đĩa. Với vi khuẩn kỵ khí có thể đậy lá kính mỏng (lamelle) lên vết cấy, tuy nhiên tốt nhất là đưa vào tủ nuôi kỵ khí.
· Đặt ở nhiệt độ thích hợp trong 18-24 giờ, một số chủng (như chi Bacillus) cần thời gian lâu hơn (48 giờ) và quan sát biến đổi của môi trường thạch.
· Nếu xung quang và dưới vết cấy có vạch trong là phản ứng dương tính (Lecithin được chuyển hoá thành lipid do vi khuẩn sinh men lecithinaza).
· Chú ý: khi trộn dịch huyền phù lòng đỏ trứng vào môi trường thạch không nên tiến hành ở nhiệt độ quá cao vì sẽ làm ngưng kết lecithin có trong lòng đỏ trứng.
Hình 3.10. Khả năng phân hủy Lecithin của Clostridium
3.33. Khả năng sản sinh H2S
Phương pháp giải giấy
· Môi trường:
Pepton 10 g
NaCl 5 g
Cao thịt 10 g
Cystein 0,5 g
Nước cất 1000 ml
pH = 7,0-7,4
Phân môi trường vào các ống nghiệm (4-5 ml), khử trùng ở 112 0C trong 20-30 phút.
· Cắt giấy lọc thành dải rộng 0,5-1cm, độ dài tùy thuộc vào ống nghiệm và độ cao của môi trường. Tẩm vào giấy dung dịch Chì-acetat, sấy khô giấy trong tủ sấy đặt trong hộp Petri và khử trùng.
· Cấy vi khuẩn mới hoạt hoá (18-24 giờ). Dùng panh vô khuẩn gắp giấy tẩm chì-acetat đưa vào từng ống nghiệm, dài đến nút bông nhưng không chạm vào môi trường. Nuôi vi khuẩn ở nhiệt độ thích hợp, sau 3,7,14 ngày thì lấy ra quan sát. Nếu giấy biến đen là phản ứng dương tính, nếu không đổi mầu thì là âm tính.
· Chú ý: phương pháp này rất mẫn cảm, không thích hợp đối với trực khuẩn đường ruột. Không đặt giấy lọc tẩm chì-acetat gần mặt môi trường quá để tránh bị hút ẩm, nhưng cũng không nên đặt cách xa quá. Ngoài ống đối chứng không cấy vi khuẩn nên lấy chủng vi khuẩn đã biết là âm tính để làm đối chứng.
Phương pháp đối với Trực khuẩn đường ruột
· Môi trường:
Cao thịt 7,5 g
Pepton 10 g
NaCl 5 g
Gelatin 100-120 g (hay thạch 15 g)
Dung dịch FeCl2 10% 5 ml (khử trùng riêng bằng màng lọc)
Nước cất 1000 ml
pH = 7,0
Khử trùng ở 112 0C trong 20 phút, bổ sung dung dịch FeCl2 (đã khử trùng) vào khi thạch hay gelatin chưa đông. Phân vào các ống nghiệm vô khuẩn (4-5 ml), ngay lập tức nhúng vào nước lạnh cho đông lại.
· Cấy chích sâu vi khuẩn vào các ống, nuôi ở 30 0C trong 1,3,7 ngày. Nếu môi trường chuyển thành màu đen là phản ứng dương tính, nếu không đổi mầu là âm tính.
· Chú ý: phương pháp này dùng khi cần định tên vi khuẩn thuộc họ Enterobacteriaceae. Có thể dùng FeSO4 thay thế cho FeCl2. Nếu nuôi cấy ở 20 0C có thể dùng kết hợp để xác định gelatinaza.
3.34. Khả năng phân giải sữa (Litmus Milk Reaction)
· Môi trường: sữa tươi đun sôi, để lạnh qua đêm, ly tâm và hớt bỏ bơ ở lớp trên, phần dưới là sữa không chứa lipid. Có thể dùng sữa bột đã loại chất béo (hoà tan 100 g sữa bột với 1000 ml nước).
· Thuốc thử Litmus:
hoà tan 2,5 g Litmus trong 100 ml nước cất, lọc bằng giấy lọc, để qua đêm mới sử dụng. Có thể bảo quản lâu.
· Môi trường sữa –Litmus:
Dung dịch Litmus 2,5% 4 ml
Sữa đã loại bơ 1000 ml
Môi trường có màu đỏ tía.
Phân môi trường vào các ống nghiệm (4 ml), khử trùng gián đoạn hay khử trùng ở 112 0C trong 20-30 phút.
· Cấy vi khuẩn mới hoạt hoá (18-24 giờ), nuôi ở nhiệt độ thích hợp, sau 1,3,5,7,14 ngày lấy ra quan sát.
· Dựa vào biến đổi của môi trường mà có những kết luận như sau:
Môi trường chuyển thành màu trắng ® phản ứng khử Litmus
Môi trường trở nên trong ® phản ứng peptôn hoá
Môi trường chuyển mầu đỏ ® phản ứng sinh acid
Môi trường chuyển màu xanh lam ® phản ứng sinh kiềm
Môi trường chuyển màu đỏ, sữa ngưng kết ® sinh acid và ngưng kết
Ngưng kết do men: không chuyển màu hoặc có màu lam, sữa vón cục và ngưng kết
· Chú ý: tốt nhất nên dùng sữa tươi, không cần điều chỉnh pH.
3.35. Khả năng oxy hóa Gluconat
· Đệm Kali phosphat 1/15 mol/L, pH 7,2:
A) KH2PO4 9,078 g/L
B) K2HPO4.12H2O 23,876g/L
Trộn 3 ml dung dịch A với 7 ml dung dịch B để có dung dịch đệm phosphat 1/15 mol/L, pH 7,2
· Thuốc thử Feling:
Dung dịch A: CuSO4 tinh thể 34,64 g
Nước cất thêm tới 500 ml
Dung dịch B: Na-Tartrat 173 g
KOH 125 g
Nước cất thêm tới 500 ml
Trước khi dùng trộn hai dung dịch A và B theo tỷ lệ 1:1 (vol/vol), sử dụng trong ngày.
· Chuẩn bị dung dịch gluconat 1% trong đệm phosphat pH 7,2, phân vào các ống nghiệm, mỗi ống 2ml. Khử trùng 112 0C trong 30 phút.
· Lấy vi khuẩn mới hoạt hoá (18-24 giờ) để tạo dịch huyền phù đậm đặc trong đệm phosphat, giữ ở 30 0C qua đêm.
· Thêm vào mỗi ống 0,5 ml thuốc thử Feling, đặt trong bình cách thủy sôi 10 phút.
· Kết quả: nếu dịch huyền phù chuyển từ màu lam sang màu vàng lục, lục da cam hoặc có kết tủa đỏ là phản ứng dương tính; nếu không đổi màu là âm tính.
· Chú ý: nếu dùng gluconat canxi thì dễ tạo kết tủa với gốc phosphat, tuy nhiên không ảnh hưởng đến kết quả thí nghiệm.
3.36. Khả năng oxy hóa Etanol
· Với vi khuẩn Acetobacter dùng môi trường sau:
Cao men 10 g
Nước máy 1000 ml
Xanh Bromophenol (BPB) 0,04% 20 ml.
pH = 6,8-7,0
Phân môi trường vào các ống nghiệm (4-5 ml), khử trùng ở 121 0C trong 20 phút. Lúc sử dụng thêm ethanol vào mỗi ống ở nồng độ khoảng 2-10% (vol/vol)
· Với các vi khuẩn khác: dùng môi trường như trong thí nghiệm oxy hóa/lên men, thay đường bằng etanol với nồng độ 1%. Có thể không cần thạch.
· Cấy vi khuẩn mới hoạt hoá, nuôi 1,3,7,14 ngày trong điều kiện thích hợp
· Kết quả: nếu môi trường chuyển màu vàng (do sinh acid) thì là dương tính, không đổi màu là âm tính.
Phương pháp khác (dùng để phân lập và kiểm định Acetobacter):
· Thêm vào các môi trường nói trên 2% thạch và 1% CaCO3; nồng độ etanol cuối cùng là 2%; không thêm chỉ thị màu. Đổ thạch đĩa.
· Cấy vi khuẩn trên thạch đĩa, nuôi 3, 7, 14 ngày ở điều kiện thích hợp.
· Kết quả: nếu xung quanh khuẩn lạc có vòng phân giải trong là kết quả dương tính, nếu không là âm tính (Acetobacter lúc đầu phân giải CaCO3 nên tạo vòng trong, nhưng sau đó acetat canxi tạo ra bị oxy hóa tiếp chuyển thành CaCO3 vòng trong chuyển màu trắng sữa sáng do acid acetic đã bị oxy hóa).
3.37. Khả năng oxy hóa acid acetic
· Môi trường:
Cao men 10 g
Ca-Acetat 10 g
Thạch 20 g
Nước máy 1000 ml
pH 7,0-7,2
Phân môi trường vào bình tam giác hoặc các ống nghiệm lớn để khử trùng, đổ thạch đĩa hoặc làm ống thạch nghiêng.
· Cấy vi khuẩn mới hoạt hoá (18-24 giờ), nuôi 3-5 ngày ở điều kiện thích hợp
· Kết quả: nếu xung quanh khuẩn lạc có vòng trắng sữa là phản ứng dương tính (acetat đã bị oxy hóa, canxi giải phóng ra tạo màu trắng sữa), nếu không thì là âm tính.
3.38. Xác định Indol-Pyruvic acid (IPA)
· Môi trường SIM:
Cao thịt 3 g
Pepton 30 g
Na2S2O3.5H2O 0,05 g
Cystin hydrochlorid 0,2 g
Ammonium-ferric-citrat 0,5 g
Thạch 4 g
Nước cất 1000 ml
Hoà tan các thành phần môi trường trong nồi cách thủy, chỉnh pH đến 7,4, phân vào các ống nghiệm nhỏ, khử trùng ở 121 0C trong 15 phút, đặt ống thạch đứng.
· Thuốc thử Kovac (có thể mua sẵn hoặc tự pha):
p-dimethyl aminobenzaldehyd 8 g
Etanol 760 ml
HCl đặc 160 ml
· Cấy vi khuẩn mới hoạt hoá (18-24 giờ) vào môi trường SIM, nuôi ở 300C trong 24 giờ.
· Kết quả: nếu phần trên của môi trường chuyển màu nâu là phản ứng IPA dương tính, nếu không là phản ứng âm tính.
· Sau đó nhỏ thêm thuốc thử Kovac vào và quan sát. Nếu trên mặt thạch xuất hiện màu đỏ đào là phản ứng Indol dương tính.
Hình 3.11. Ví dụ minh hoạ phản ứng Indol dương tính
Các file đính kèm theo tài liệu này:
phuong_phap_thuc_nghiem_dung_de_dinh_ten_cac_loai_vi_khuan_9389.doc
