MỤC LỤC
1. TỔNG QUAN VỀ BIODIESEL . 1
1.1. Định nghĩa các dạng năng lượng và biodiesel . 1
1.1.1. Năng lượng không tái sinh . 1
1.1.2. Năng lượng tái sinh . 2
1.2. Tầm quan trọng của biodiesel và khả năng thay thế cho nguồn nhiên liệu
hóa thạch . 4
1.3. Nguyên tắc điều chế và nhu cầu về lipid trong sản xuất biodiesel . 7
1.4. Các nguồn nguyên liệu giàu lipid phục vụ cho việc sản xuất biodiesel và
tiềm năng của vi tảo 9
2. NĂNG SUẤT LIPID VÀ ẢNH HưỞNG CỦA MÔI TRưỜNG LÊN SỰ
TÍCH LŨY LIPID CỦA MỘT SỐ LOÀI VI TẢO 15
2.1. Các loại vi tảo có chứa nhiều lipid 15
2.2. Một số nghiên cứu về ảnh hưởng của điều kiện môi trường lên sự tích
lũy lipid ở vi tảo 16
2.2.1. Yếu tố nhiệt độ 16
2.2.2. Yếu tố thành phần môi trường . 19
3. NUÔI VI TẢO NANNOCHLOROPSIS OCULATA THU LIPID NHẰM
SẢN XUẤT BIODIESEL 25
3.1. Nannochloropsis oculata 25
3.1.1. Phân loại 25
3.1.2. Đặc điểm hình thái . 25
3.1.3. Đặc điểm sinh lý 26
3.1.4. Đặc điểm sinh hóa . 26
3.2. Đề xuất mô hình thí nghiệm nghiên cứu sự tích lũy lipid theo điều kiện
môi trường ở Nannochloropsis oculata . 27
3.2.1. Yếu tố nhiệt độ 27
3.2.2. Yếu tố ánh sáng . 32
3.2.3. Yếu tố độ mặn . 36
3.2.4. Yếu tố thành phần môi trường . 38
4. KẾT LUẬN 48
TÀI LIỆU THAM KHẢO . 51
68 trang |
Chia sẻ: banmai | Lượt xem: 2309 | Lượt tải: 3
Bạn đang xem trước 20 trang tài liệu Đề tài Sản xuất biodiesel từ vi tảo: Kỹ thuật nuôi cấy vi tảo thu lipid, để xem tài liệu hoàn chỉnh bạn click vào nút DOWNLOAD ở trên
mức độ chiếu sáng tăng, đƣợc thể hiện qua đồ thị sau:
3. NUÔI N. OCULATA SẢN XUẤT BIODIESEL
33
Hình 3. 3: Ảnh hƣởng của mức độ chiếu sáng trên sự sinh trƣởng của tế bào
và hàm lƣợng chlorophyll a [S8]
Mức độ sinh trƣởng của tế bào và hàm lƣợng chlorophyll a đƣợc xác định
trong phase sinh trƣởng hàm số mũ, thành phần acid béo đƣợc xác định khi bắt
đầu phase cân bằng.
Hàm lƣợng chlorophyll a trong tế bào giảm hơn 85% khi mức độ chiếu
sáng tăng 20 lần từ 30 tới 600 µmol/m2s. Những thay đổi về sắc tố nội bào có
mối liên hệ với thành phần acid béo.
Hình 3. 4: Sự phân phối các acid béo chính trong Nannochloropsis sp. đƣợc
nuôi cấy theo mẻ dƣới ảnh hƣởng của mức độ chiếu sáng [77]
3. NUÔI N. OCULATA SẢN XUẤT BIODIESEL
34
Tuy nhiên, để xác định ảnh hƣởng của mức độ chiếu sáng trên sự hình
thành các hợp chất hóa học nội bào, thiết bị nuôi cấy turbidostat cần đƣợc điều
chỉnh sao cho chế độ chiếu sáng (bao gồm thời gian chiếu sáng, góc độ
chiếu sáng) không gây ảnh hƣởng tới sự sinh trƣởng của tế bào.
Khi đƣợc nuôi cấy dƣới mức độ chiếu sáng GLL (35µmol /m2s),
môi trƣờng nuôi cấy Nannochloropsis bị giới hạn về ánh sáng, và mức độ
nhân đôi tế bào chỉ đạt 57% so với khi nuôi ở điều kiện ánh sáng bão hòa (GSL,
290 µmol /m
2s). Điều kiện ánh sáng PIL (550µmol /m2s) lại có tác dụng ức chế,
gây giảm mức độ nhân đôi của tế bào một phần. Khi mức độ chiếu sáng tăng lên
đến 850µmol /m2s, mức độ nhân đôi tế bào giảm nghiêm trọng. Điều đó
cho thấy, Nannochloropsis sp. khá nhạy cảm với dòng photon có mật độ cao.
Nồng độ các sắc tố quang hợp giảm đi khi cƣờng độ ánh sáng tăng. Hàm lƣợng
carotenoid giảm không tƣơng xứng với lƣợng chlorophyll a. Kết quả là tỷ lệ giữa
carotenoid:chlorophyll a tăng lên khi mức độ chiếu sáng tăng. Nồng độ protein
vẫn duy trì không đổi, trong khi đó carbohydrate, lipid và các acid béo tăng
khi tăng mức độ chiếu sáng. Tỷ lệ khối lƣợng acid béo trong tổng lƣợng lipid
tăng khi tế bào đƣợc nuôi ở GSL, điều này cho thấy có sự tăng tƣơng ứng về
triacylglycerol. Nhƣng khi nuôi cấy ở chế độ PIL thì hàm lƣợng lipid và các
acid béo nội bào không gia tăng thêm nữa so với chế độ GSL.
- Thành phần acid béo
Thành phần acid béo trong Nannochloropsis sp. chủ yếu là C20:5, tiếp theo
là C16:1, nhƣ đã nêu ở phần trên. Các kết quả nghiên cứu khi nuôi cấy theo mẻ
cho thấy rằng mức độ chiếu sáng thực sự ảnh hƣởng nhiều đến thành phần acid
béo trong tế bào vi tảo. Khi tăng cƣờng độ chiếu sáng, hàm lƣợng các PUFA nhƣ
C20:4 và C20:5 giảm theo hàm số mũ, đồng thời hàm lƣợng C16:0 và C16:1 tăng
lên. Những kết quả này đã đƣợc kiểm tra thông qua nuôi cấy điều kiện ổn định
liên tục ở các mức độ chiếu sáng khác nhau. Khi nuôi ở điều kiện ánh sáng GLL,
hàm lƣợng acid béo C20:4 và C20:5 đạt khá cao, lần lƣợt là 7.8 và 37.6%, hàm
lƣợng C16:0 và C16:1 thấp. Khi nuôi ở điều kiện ánh sáng GSL và PIL thì hàm
lƣợng C16:0 và C16:1 cao hơn, trong khi phần trăm C20:4 và C20:5 giảm mạnh.
- Sự tổng hợp lipid
Quá trình đồng hóa CO2 tạo thành các loại lipid trong tế bào vi tảo cũng
phụ thuộc nhiều vào mức độ chiếu sáng. Dƣới điều kiện ánh sáng yếu, chỉ có
3. NUÔI N. OCULATA SẢN XUẤT BIODIESEL
35
26% là triacylglycerol và tới 40% là các galactolipid, trong đó 26% là
monogalactosyl diacylglycerol và 14% là digalactosyl diacylglycerol. Dƣới
điều kiện ánh sáng bão hòa (GSL), sự tổng hợp triacylglycerol tăng lên và hàm
lƣợng tổng galactolipid giảm xuống. Xu hƣớng này vẫn tiếp tục khi tăng mức độ
chiếu sáng đến mức ức chế (PIL), cụ thể là chiếu sáng ở 550µmol /m2s thì
Nannochloropsis sp. sẽ tổng hợp 50% triacylglycerol và chỉ có 24% là
galactolipid, trong đó hàm lƣợng digalactosyl diacylglycerol chỉ giảm nhẹ, còn
hàm lƣợng monogalactosyl diacylglycerol giảm mạnh. Phần carbon lipid còn lại
chiếm khoảng 24-36% hàm lƣợng carbon lipid chính là các phospholipid, sắc tố
và một số loại lipid khác chƣa xác định.
Hình 3. 5: Thành phần acid béo của Nannochloropsis sp. khi nuôi cấy trong
điều kiện ổn định liên tục tại ba mức độ chiếu sáng: GLL 35µmol /m2s, GSL
290µmol /m
2
s và PIL 550µmol /m
2
s [S8]
- Liên hệ mục tiêu sản xuất biodiesel
Chất lƣợng của biodiesel có liên quan mật thiết với tính chất nguồn
cung cấp lipid. Nhƣ đã nêu ở phần trên, nguồn lipid phù hợp để sản xuất
biodiesel là nguồn lipid có thành phần lipid chủ yếu là các triacylglycerol với
hàm lƣợng các acid béo C16:1 và C18:1 càng cao càng lý tƣởng, hàm lƣợng các
acid béo chƣa no mang nhiều nối đôi nhƣ C20:4 và C20:5 nằm trong một tỷ lệ
giới hạn nhất định, thành phần acid béo lại phụ thuộc vào mức độ chiếu sáng.
Do đó, khi nuôi cấy Nannochloropsis oculata nhằm mục đích cung cấp lipid
sản xuất biodiesel cần phải thiết lâp chế độ chiếu sáng sao cho ánh sáng tối thiểu
3. NUÔI N. OCULATA SẢN XUẤT BIODIESEL
36
đạt mức bão hòa sinh trƣởng (GSL). Tại mức độ chiếu sáng GSL (290 µmol
/m
2
s), sinh khối thu đƣợc là hiệu quả nhất, hàm lƣợng C16:1 và C18:1 cao,
tuy nhiên triacylglycerol chƣa cao lắm. Nhƣng nếu chiếu sáng ở mức PIL (550
µmol /m
2
s), ta thấy hàm lƣợng C16:1 và C18:1 có xu hƣớng giảm còn C20:5 lại
bắt đầu tăng trở lại mặc dù lƣợng triacylglycerol đƣợc tổng hợp nhiều hơn.
Chính vì vậy, để đạt hiệu quả tối ƣu trong nuôi cấy Nannnochloropsis oculata,
hƣớng chiếu sáng đƣợc đề nghị sử dụng là trong khoảng ánh sáng bão hòa cao,
gần đạt đến mức ức chế, nghĩa là vào khoảng 400 - 500 µmol /m2s.
3.2.3. Yếu tố độ mặn
Hanhua Hu và Kunshan Gao khảo sát sự ảnh hƣởng của độ mặn môi trƣờng
lên sự sinh trƣởng và thành phần các acid béo của Nannochloropsis sp.
Thí nghiệm đƣợc thiết kế nhƣ sau: Nannochloropsis sp. đƣợc nuôi cấy trong môi
trƣờng f/2AW, nhiệt độ 220C, mức độ sục khí 200mL/phút với hàm lƣợng CO2
cao (2800µL/L), mức độ chiếu sáng 50µmol/m2s, thu mẫu vào ngày thứ 10 sau
khi cấy giống. Điều chỉnh độ mặn của nƣớc biển nhân tạo bằng NaCl ở các nồng
độ nhƣ sau: 0.20, 0.36, 0.72, 1 hoặc 1.5M. Mỗi thí nghiệm lập lại 3 lần [31].
- Sự sinh trƣởng và hàm lƣợng lipid trong tế bào
Nannochloropsis sp. phát triển tốt nhất trong môi trƣờng có độ mặn
là 31g/L (0.36M NaCl). Qua các nồng độ muối khảo sát, loài vi tảo này thể hiện
khả năng duy trì tốt sự sinh trƣởng trong khoảng độ mặn 22 – 49g/L (0.2-0.72M
NaCl) [31].
Hàm lƣợng lipid trong Nannochloropsis sp. khi đƣợc nuôi cấy ở khoảng
độ mặn từ 22 – 49g/L xấp xỉ khoảng 11%. Tuy nhiên, khi nồng độ muối tăng lên
đến 64g/L thì hàm lƣợng lipid tăng lên 18%, nghĩa là tăng hơn 50% so với các
độ mặn thấp hơn [31].
Bảng 3. 4: Sản lƣợng sinh khối và hàm lƣợng lipid của Nannochloropsis sp.
vào ngày thứ 10 tại các độ mặn khác nhau [31]
NaCl (M)/Độ mặn (g/L) Sinh khối khô (mg/L) Lipid (%w/w)
0.20/22 275 ± 13.9 12 ± 0.4
0.36/31 308 ± 15.4 11 ± 0.3
0.72/49 237 ± 10.3 11 ± 0.4
1.00/64 36 ± 5.1 18 ± 0.6
1.50/88 10 ± 2.3 -
3. NUÔI N. OCULATA SẢN XUẤT BIODIESEL
37
- Thành phần các acid béo
Các acid béo chiếm ƣu thế trong tế bào Nannochloropsis sp. là acid
palmitic (C16:0), acid palmitoleic (C16:1) và EPA (C20:5ω3), bất kể là sinh
trƣởng trong môi trƣờng nào. Tỷ lệ phần trăm acid oleic (C18:1) có xu hƣớng
tăng khi tăng độ mặn môi trƣờng nuôi cấy. Trong khi đó, TFA lại có xu hƣớng
giảm [31].
Tỷ lệ % của PUFAs giảm khi tăng nồng độ muối, cụ thể đạt giá trị là 39%,
36%, 35%, và 17% tƣơng ứng với các độ mặn 22, 31, 49 và 64g/L.
Bảng 3. 5: Thành phần acid béo (%w/w TFA) của Nannochloropsis sp. vào
ngày thứ 10 tại các độ mặn khác nhau [31]
NaCl (M)/Độ mặn (g/L)
0.20/22 0.36/31 0.72/49 1.00/64
TFA (mg/g
DW)
90 ± 3.3 78 ± 2.5 46 ± 0.9 11 ± 0.7
Acid béo
C14:0
3.1 ± 0.3
3.3 ± 0.1
4.1 ± 0.2
9.0 ± 0.3
C16:0 25.3 ± 1.1 24.9 ± 1.5 22.1 ± 1.0 29.8 ± 1.9
C16:1 24.0 ± 0.7 26.0 ± 1.2 27.8 ± 0.9 23.6 ± 0.8
C18:0 Tr Tr Tr Tr
C18:1 4.5 ± 0.2 4.6 ± 0.3 6.2 ± 0.5 17.8 ± 1.1
C18:2 6.7 ± 0.3 7.8 ± 0.8 6.3 ± 0.1 4.7 ± 0.2
C20:1 2.6 ± 0.3 3.5 ± 0.2 3.2 ± 0.1 Tr
C20:4 4.1 ± 0.1 4.0 ± 0.1 4.9 ± 0.2 3.9 ± 0.4
C20:5 27.0 ± 0.5 23.6 ± 0.9 23.7 ± 1.1 8.4 ± 0.4
C22:6 Tr Tr Tr Tr
Các loại khác 1.7 ± 0.3 1.5 ± 0.5 1.5 ±0.6 1.7 ± 0.1
Tr: trace, giá trị vết, dƣới 1%.
- Liên hệ mục tiêu sản xuất biodiesel
Mục tiêu sản xuất biodiesel gắn liền với năng suất lipid trong quá trình
nuôi cấy vi tảo. Vì vậy, mặc dù tại nồng độ muối cao (64g/L), hàm lƣợng C18:1
tăng cao đáng kể và C20:5 giảm mạnh, hàm lƣợng C16:0 và C16:1 không có sự
biến đổi mạnh, nhƣng sản lƣợng sinh khối khô Nannochloropsis sp. lại quá thấp
(36mg/L) nên không thể đáp ứng nhu cầu lipid trong sản xuất.
Tế bào sinh trƣởng trong môi trƣờng có độ mặn 31 và 49g/L khi so với
độ mặn 22g/L thì hàm lƣợng C20:5 có xu hƣớng giảm nhẹ, C18:1 và C16:1 lại
3. NUÔI N. OCULATA SẢN XUẤT BIODIESEL
38
tăng. Mức độ sinh trƣởng trong môi trƣờng độ mặn 31g/L là cao nhất (sinh khối
khô đạt 308mg/L). Mức độ sinh trƣởng của tế bào trong môi trƣờng độ mặn
49g/L cũng khá cao (237mg/L). Do đó có thể lựa chọn hai mức độ mặn này để
nuôi cấy Nannochloropsis oculata nhằm thu lipid. Để có thể chọn đƣợc nồng độ
muối phù hợp nhất, môi trƣờng nuôi cấy cần đƣợc khảo sát hai nồng độ muối
trên kết hợp với các yếu tố khác nhƣ nồng độ nitrogen, phosphorus và CO2, nhiệt
độ và mức độ chiếu sáng.
3.2.4. Yếu tố thành phần môi trƣờng
3.2.4.1. Thành phần carbon
Các loài vi tảo sống trong đại dƣơng có khả năng quang hợp cao và
dễ dàng đƣợc nuối cấy trong môi trƣờng nƣớc biển vốn hòa tan một lƣợng lớn
CO2 [72]. Sự cố định CO2 nhờ vào quá trình quang hợp của vi tảo đồng thời
chuyển hóa sinh khối thành dạng nhiện liệu lỏng đƣợc xem là một quá trình
đơn giản và rất có giá trị đối với sự luân chuyển CO2 hiện nay, tạo nên một
giải pháp an toàn cho môi trƣờng [79]. Nannochloropsis oculata là một loài
vi sinh vật đáng đƣợc quan tâm trong lĩnh vực công nghệ sinh học về các
đối tƣợng thuộc đại dƣơng vì N. oculata có hàm lƣợng lipid cao. Sheng – Yi
Chiu và các cộng sự đã nghiên cứu ảnh hƣởng của nồng độ CO2 trong
dòng khí bổ sung vào môi trƣờng nuôi cấy lên sản lƣợng sinh khối và sự
tích lũy lipid ở N. oculata, qua đó đánh giá hiệu quả năng suất lipid khi
nuôi cấy theo mẻ và bán liên tục N. oculata [72].
Vi tảo N. oculata đƣợc nuôi cấy trong môi trƣờng f/2 [72], thiết bị quang
phản ứng hình trụ bằng thủy tinh, nhiệt độ 26 ± 10C, dƣới ánh sáng
300µmol/m
2
s liên tục từ các đèn huỳnh quang ít tỏa nhiệt. Khí cung cấp vào
(đƣợc lọc qua màng lọc 0.22µm) có các nồng độ CO2 khác nhau: 2%, 5%,
10% và 15%. Khí đƣợc sục từ đáy thiết bị với tốc độ sục là 200mL/phút
(tƣơng đƣơng 0.25vvm) [72]. Sau đó, Sheng – Yi Chiu và các cộng sự đã
rút ra đƣợc một số kết luận sau:
- Sinh trƣởng của N. oculata dƣới các nồng độ CO2 khác nhau khi
nuôi cấy theo mẻ [72]
Dịch nuôi cấy theo mẻ đƣợc đặt ở 26 ± 10C, chiếu sáng liên tục
300µmol/m
2
s, sục khí bởi không khí (nồng độ CO2 xấp xỉ 0.03%), 2%, 5%,
3. NUÔI N. OCULATA SẢN XUẤT BIODIESEL
39
10% và 15% CO2. Môi trƣờng đƣợc lấy mẫu sau mỗi 8h. Đƣờng cong
sinh trƣởng của mỗi thí nghiệm đƣợc thể hiện trong đồ thị sau:
Hình 3. 6: Ảnh hƣởng của nồng độ sục khí CO2 lên sự sinh trƣởng của N.
oculata
Mức độ sinh trƣởng đặc trƣng khi sục không khí và 2% CO2 lần lƣợt là
0.194/ngày và 0.571/ngày. Qua đồ thị ta thấy mức độ sục khí 2% CO2
kích thích sự sinh trƣởng của N. oculata cao nhất. Không chỉ có sinh khối,
mà mức độ sinh trƣởng đặc trƣng khi nuôi cấy ở 2% CO2 cũng cao hơn khi
nuôi N. oculata bằng không khí. Kết quả này cũng phù hợp với nghiên cứu
của Hu và Gao [33]. N. oculata sinh trƣởng tốt nhất trong môi trƣờng giàu
CO2 hơn trong không khí, có lẽ là nhờ nguồn carbon cung cấp cho vi tảo
không bị hạn chế. Tuy nhiên, khi hàm lƣợng CO2 quá cao, 5 – 15%, sẽ gây ra
sự ức chế đáng kể [72].
- Hàm lƣợng lipid của vi tảo tại các phase sinh trƣởng khác nhau [72]
Hàm lƣợng lipid trong vi tảo đƣợc đo ở phase sinh trƣởng, phase
cân bằng sớm và phase cân bằng. Các kết quả cho thấy hàm lƣợng lipid có
mối liên hệ chặt chẽ với phase sinh trƣởng. Cụ thể là hàm lƣợng lipid trong
N. oculata tại phase sinh trƣởng, phase cân bằng sớm và phase cân bằng
lần lƣợt là 30.8, 39.7 và 50.4%. Kết quả này cho thấy hàm lƣợng lipid tích lũy
trong tế bào tăng lên khi N. oculata bƣớc vào phase cân bằng. Liên hệ với
nồng độ nitrate trong dịch nuôi cấy, các mẫu đƣợc đem xác định sự giảm
hàm lƣợng nitrate tại các phase khác nhau, trong đó hàm lƣợng nitrate giảm
dần từ phase sinh trƣởng trở đi, điều này ám chỉ rằng lƣợng nitrate bị thiếu hụt
khi dịch nuôi cấy bƣớc vào phase cân bằng. Sự thiếu hụt chất dinh dƣỡng,
cụ thể là thiếu hụt nitrogen đã làm gia tăng mức độ tổng hợp lipid.
3. NUÔI N. OCULATA SẢN XUẤT BIODIESEL
40
- Ảnh hƣởng của nồng độ CO2 lên sự sinh trƣởng tế bào trong nuôi cấy
bán liên tục [72]
Trƣớc khi nuôi cấy trong môi trƣờng sục khí với nồng độ CO2 cao,
N. oculata đƣợc trải qua giai đoạn thích nghi trong môi trƣờng 2% CO2
trƣớc khi cấy vào thiết bị nuôi cấy bán liên tục. Thêm vào đó, lƣợng giống cấy
vào môi trƣờng có mật độ tế bào cao (xấp xỉ 0.4g/L). Hệ thống bán liên tục
đƣợc vận hành trong 8 ngày và sự sinh trƣởng của tế bào đƣợc giữ ổn định
bằng cách thay ½ lƣợng môi trƣờng mỗi ngày, duy trì dịch nuôi cấy luôn ở
phase sinh trƣởng. Kết quả là mức độ sinh trƣởng của N. oculata khi sục khí
với nồng độ CO2 2%, 5%, 10% và 15% là tƣơng đƣơng nhau. Mức độ
sinh trƣởng đặc trƣng trung bình và mật độ tế bào tối đa (nồng độ sinh khối)
lần lƣợt đạt từ 0.683 đến 0.733/ngày và 0.745 và 0.928g/L tại các nồng độ
CO2 khác nhau. Khi sục khí với hàm lƣợng CO2 cao (5 – 15%) có thể gây
ảnh hƣởng không tốt lên sự sinh trƣởng tế bào nhƣ thể hiện trong đồ thị nêu
ở trên. Nhƣng khi tăng mật độ tế bào dịch cấy và trải qua quá trình thích nghi
trƣớc với nồng độ CO2 2% thì có thể cải thiện đƣợc khả năng sinh trƣởng của
vi tảo trong môi trƣờng sục khí với hàm lƣợng CO2 cao.
Hình 3. 7: Sự sinh trƣởng của N. oculata khi nuôi cấy bán liên tục trong môi
trƣờng sục khí có chứa 2%, 5%, 10%, 15% CO2 [72]
3. NUÔI N. OCULATA SẢN XUẤT BIODIESEL
41
Kết quả này chứng tỏ rằng khi gia tăng mật độ tế bào trong dịch cấy
và tạo điều kiện cho tế bào thích nghi trong môi trƣờng có nồng độ CO2
lý tƣởng thì quá trình nuôi cấy với nồng độ CO2 cao sau đó sẽ không gặp phải
những tác dụng tiêu cực lên sự sinh trƣởng của tế bào vi tảo.
- Sinh khối và năng suất lipid trong nuôi cấy bán liên tục
Trong hệ thống nuôi cấy bán liên tục, N. oculata đƣợc thu mẫu vào
thời gian trƣớc khi dịch nuôi cấy đƣợc thay ½ môi trƣờng mỗi ngày để
xác định sinh khối và năng suất lipid.
Bảng 3. 6: Năng suất sinh khối và lipid của N. oculata trong hệ thống nuôi
cấy bán liên tục với các hàm lƣợng CO2 khác nhau [72]
Nồng độ CO2
Tổng năng suất sinh
khối (khối lƣợng tế
bào khô, g/L.ngày)
Tổng năng suất
lipid (g/L.ngày)
Phần trăm hàm lƣợng
lipid (%)
2% 0.480 ± 0.029 0.142 ± 0.049 29.7 ± 2.0
5% 0.441 ± 0.044 0.113 ± 0.035 26.2 ± 1.9
10% 0.398 ± 0.069 0.097 ± 0.026 24.6 ± 1.7
15% 0.372 ± 0.022 0.084 ± 0.021 22.7 ± 1.9
(Hệ thống nuôi cấy bán liên tục thực hiện trong 8 ngày, ½ môi trƣờng
mới đƣợc thay mỗi ngày. Thể tích thiết bị quang phản ứng là 800mL, thể tích
dịch thải mỗi ngày là 400mL. Số liệu ±SD đƣợc đo mỗi ngày từ ngày 1 tới
ngày 8).
Khi tăng nồng độ CO2 từ 2 tới 15%, cả sinh khối lẫn năng suất lipid đều
có xu hƣớng giảm. Khi nồng độ CO2 là 2%, 5%, 10%, 15% thì pH của
môi trƣờng lần lƣợt tƣơng ứng là 7.8, 7.7, 7.3 và 7.0. Quá trình đồng hóa
carbon để tổng hợp lipid sẽ giảm khi pH môi trƣờng giảm [90]. Điều này
có thể là do khi môi trƣờng có pH càng cao thì lƣợng bicarbonate có thể dùng
đƣợc cho sự tổng hợp mạch carbon trong lipid càng nhiều. Điều này nói lên
rằng sự tích lũy lipid trong N. oculata có thể chủ yếu bị ảnh hƣởng bởi pH
và hàm lƣợng lipid trong tế bào vi tảo sẽ giảm khi pH giảm [72].
- Liên hệ mục tiêu sản xuất biodiesel
Nannochloropsis oculata nhạy cảm với nồng độ CO2 sục vào môi trƣờng
nuôi cấy. Môi trƣờng giàu CO2 (2%) so với sục không khí sẽ làm tăng sự
sinh trƣởng của N. oculata, nhƣng khi môi trƣờng chứa nhiều CO2 hơn nữa
3. NUÔI N. OCULATA SẢN XUẤT BIODIESEL
42
(5-15%) thì loài vi tảo này lại bị ức chế mạnh. Tuy nhiên, khi nuôi cấy
bán liên tục lại cho thấy rằng sự ức chế này hoàn toàn có thể khắc phục đƣợc
nếu cho N. oculata trải qua quá trình thích nghi với nồng độ CO2 2% trƣớc khi
sục khí ở các chế độ từ 5-15%.
Vì vậy, để nuôi cấy N. oculata nhằm thu năng suất lipid lớn, tối ƣu nhất
nên nuôi cấy ở nồng độ CO2 2%, lƣợng sinh khối và lipid đều đạt giá trị
cực đại so với các nồng độ khác. Tuy nhiên, nếu muốn kết hợp nuôi cấy
N. oculata vừa phục vụ mục đích sản xuất biodiesel vừa lợi dụng đặc tính
quang hợp cao của loài này để cố định CO2, điều chỉnh chu trình tuần hoàn
CO2 nhằm cải thiện tình trạng ô nhiễm môi trƣờng, N. oculata có thể đƣợc
nuôi cấy ở nồng độ CO2 cao khi đã qua quá trình thích nghi với môi trƣờng
giàu CO2 so với không khí.
3.2.4.2. Thành phần nitrogen
- Thí nghiệm của Attilio và các cộng sự [5]
Nannochloropsis oculata đƣợc nuôi trong môi trƣờng Guillard f/2, nguồn
cung cấp carbon là CO2 trong không khí (khoảng 300ppm), nguồn cung cấp
nitrogen là NaNO3, nuôi trong 14 ngày, dƣới điều kiện ánh sáng liên tục
70.0µE/m2s, nhiệt độ môi trƣờng là 200C. Nồng độ nitrogen thích hợp để nuôi
N. oculata theo Guillard là 0.300g/L. Do đó, để khảo sát ảnh hƣởng của
sự thiếu hụt nitrogen trong môi trƣờng nuôi cấy lên sự sinh trƣởng và
thành phần lipid trong tế bào vi tảo, Attilio và các cộng sự đã thí nghiệm với
các nồng độ NaNO3 là 0.300, 0.150, và 0.075g/L [5].
Bảng 3. 7: Tham số sinh trƣởng và sự sản xuất lipid của N. oculata ở các
nồng độ NaNO3 khác nhau [5]
NaNO3(g/L)
µ-Tốc độ sinh trƣởng
đặc trƣng (1/ngày)
Sản lƣợng lipid
(glipid/100gsinh khối khô)
Năng suất lipid
(mglipid/L.ngày)
0.300 0.13±0.00 7.88±0.21 10.01±0.16
0.150 0.10±0.00 13.01±0.39 13.61±1.10
0.075 0.10±0.00 15.86±0.59 16.41±0.11
3. NUÔI N. OCULATA SẢN XUẤT BIODIESEL
43
Hình 3. 8: Phần trăm các loại acid béo methyl ester trên tổng lƣợng acid béo
methyl ester (g/100gFAME) của N. oculata tại các nồng độ NaNO3 khác nhau [5]
(FAME: fatty acid methyl ester)
- Thí nghiệm của Hanhua Hu và Kunshan Gao
Một thí nghiệm khác của Hanhua Hu và Kunshan Gao nhằm khảo sát
nồng độ nitrate đối với sự sinh trƣởng, tích lũy lipid, và thành phần lipid trong
tế bào cũng cho thấy rằng sự thiếu hụt nitrogen trong môi trƣờng nuôi cấy có
tác dụng đáng kể lên các đặc điểm hóa sinh của loài vi tảo này. Thí nghiệm
của Hu và Gao đƣợc thiết lập ở các chế độ nhƣ sau: tế bào vi tảo
Nannochloropsis sp. đƣợc nuôi cấy trong môi trƣờng 220C, sục khí
200mL/phút với hàm lƣợng CO2 là 2800µL/L, mức độ chiếu sáng
50µmol/m
2s, hàm lƣợng nitrate đƣợc điều chỉnh dựa theo môi trƣờng f/2AW
cơ bản: 150 (hàm lƣợng N thấp), 600 (hàm lƣợng N trung bình) và 3000µM
NO3
-
(hàm lƣợng N cao) với 36µM PO4
3-
. Dùng NaNO3 để điều chỉnh
hàm lƣợng N. Mỗi thí nghiệm đƣợc lập lại 3 lần [31].
Khi tăng nồng độ nitrate từ 150µM đến 600µM, sản lƣợng sinh khối của
dịch nuôi cấy tăng 39%. Tuy nhiên, nếu tăng nồng độ này lên cao 3000µM thì
lƣợng sinh khối lại có xu hƣớng giảm nhẹ [31].
Hàm lƣợng lipid trong vi tảo tăng cao khi nồng độ nitrate giảm mạnh.
Lƣợng acid béo tổng tăng đáng kể với nồng độ nitrate thấp. Trong đó,
hàm lƣợng C18:1, C16:1 và C16:0 có xu hƣớng tăng khi nồng độ nitrate giảm,
còn acid C20:5 thì lại giảm khi nồng độ nitrate trong môi trƣờng thấp.
Hàm lƣợng của PUFAs lần lƣợt đạt 12%., 23%, 41% tƣơng ứng với các nồng
độ N thấp, trung bình và cao [31].
3. NUÔI N. OCULATA SẢN XUẤT BIODIESEL
44
Tuy nhiên, hàm lƣợng C18:1 trong kết quả của Hu và Gao có chút
khác biệt so với trong thí nghiệm của Attilio và các cộng sự (C18:1 giảm khi
giảm nồng độ nitrate). Sự khác biệt này có thể là do hai nghiên cứu thiết lập
tại điều kiện nuôi cấy khác nhau (ánh sáng và nhiệt độ). Thêm vào đó có thể
do Nannochloropsis sp. có vài điểm không tƣơng đồng với Nannochloropsis
oculata. Thực tế, C18:1 chỉ là thành phần thứ yếu trong thành phần lipid của
loài vi tảo này. Vì vậy, sự khác biệt này đƣợc xem là ảnh hƣởng không
đáng kể trong quá trình nghiên cứu.
Bảng 3. 8: Sản lƣợng sinh khối và thành phần hợp chất hóa sinh của
Nannochloropsis sp. vào ngày thứ 10 tại các nồng độ NaNO3 khác nhau [31]
NaNO3 (µM) Sinh khối khô (mg/L) Lipid (%w/w)
150 220 ± 10.4 62 ± 2.8
600 305 ± 20.5 23 ± 0.9
3000 296 ± 15.6 13 ± 0.6
Bảng 3. 9: Thành phần acid béo (%w/w TFA) của Nannochloropsis sp. vào
ngày thứ 10 tại các nồng độ NaNO3 khác nhau [31]
NaNO3 (µM)
150 600 3000
TFA (mg/g DW) 403 ± 8.5 136 ± 5.7 105 ± 5.3
Acid béo
C14:0
3.3 ± 0.2
3.7 ± 0.2
3.6 ± 0.3
C16:0 38.2 ± 1.2 33.9 ± 0.8 22.7 ± 1.4
C16:1 28.3 ± 0.9 23.7 ± 0.6 22.7 ± 1.1
C18:0 Tr Tr Tr
C18:1 16.4 ± 0.8 13.4 ± 0.6 4.1 ± 0.1
C18:2 2.7 ± 0.5 4.2 ± 0.1 7.0 ± 0.8
C20:1 Tr Tr 3.3 ± 0.5
C20:4 1.1 ± 0.1 2.5 ± 0.2 3.6 ± 0.1
C20:5 7.9 ± 0.3 15.7 ± 0.8 29.9 ± 0.9
C22:6 Tr Tr Tr
Các loại khác Tr 1.1 ± 0.2 2.3 ± 0.3
Tr: trace, giá trị vết, dƣới 1%.
3. NUÔI N. OCULATA SẢN XUẤT BIODIESEL
45
- Liên hệ mục tiêu sản xuất biodiesel
Qua số liệu thu đƣợc ta thấy rằng, N. oculata có mức sinh trƣởng giảm
khi giảm nồng độ NaNO3 và hàm lƣợng lipid thì gần nhƣ tăng gấp đôi.
Kết quả này chứng tỏ rằng đây là một loài vi tảo phù hợp với mục tiêu
nuôi cấy để sản xuất biodiesel, nhiệm vụ của các nhà nghiên cứu chính là
tìm ra điều kiện môi trƣờng tối ƣu sao cho mức sinh trƣởng của vi tảo chỉ
giảm nhẹ song hàm lƣợng lipid trong tế bào lại gia tăng cách đáng kể [5].
Thành phần lipid trong tế bào N. oculata có tỷ lệ các acid béo chƣa no
mang nhiều nối đôi khá cao, vì vậy để biodiesel sản xuất từ loài vi tảo này đạt
tiêu chuẩn sử dụng cho các phƣơng tiện động cơ thì biodiesel cần phải trải qua
quá trình xử lý bổ sung nhƣ quá trình hydro hóa hoặc sử dụng dƣới dạng
hỗn hợp với biodiesel giàu các acid béo bão hòa. Mặt khác cũng có thể
khắc phục bằng cách áp dụng sự giảm nồng độ nitrogen trong môi trƣờng
nuôi cấy kết hợp với các yếu tố khác có tác dụng tác động làm thay đổi
thành phần lipid trong tế bào vi tảo nhƣ yếu tố ánh sáng bão hòa và yếu tố
nhiệt độ môi trƣờng. Khi đó hàm lƣợng các acid béo bão hòa và acid béo chƣa
bão hòa mang một nối đôi nhƣ C16:1 sẽ tăng lên rõ rệt, và biodiesel sản xuất
từ vi tảo N. oculata sẽ đạt chất lƣợng nhƣ tiêu chuẩn.
Trong thí nghiệm của Hu và Gao, hàm lƣợng nitrate trong môi trƣờng
nuôi cấy đƣợc khảo sát ở mức độ thấp hơn trong thí nghiệm của Attilio.
Mức thấp nhất là 150µM, tƣơng đƣơng 0.013g/L. Trong khi mức thấp nhất
theo khảo sát của Attilio là 0.075g/L. Và kết quả của Hu và Gao cho thấy
hàm lƣợng lipid trong tế bào vi tảo tăng cao hơn rất nhiều so với thí nghiệm
của Attilio, vào ngày thứ 10 nuôi cấy, năng suất lipid đạt tƣơng đƣơng khoảng
136.6mg/L. Thành phần lipid trong trƣờng hợp nồng độ nitrate đạt 150µM
cũng khá phù hợp với yêu cầu sản xuất biodiesel (hàm lƣợng C16:1, C18:1
cao, hàm lƣợng C20:5 giảm mạnh).
3.2.4.3. Thành phần phosphorus
Thí nghiệm nghiên cứu sự ảnh hƣởng của yếu tố dinh dƣỡng phosphorus
trong môi trƣờng nuôi cấy Nannochloropsis sp. đƣợc Hanhua Hu và Kunshan
Gao thiết kế nhƣ sau: tế bào vi tảo Nannochloropsis sp. đƣợc nuôi cấy trong
môi trƣờng ở 220C, sục khí 200mL/phút với hàm lƣợng CO2 là 2800µL/L,
mức độ chiếu sáng 50µmol/m2s, hàm lƣợng phosphate đƣợc điều chỉnh dựa
3. NUÔI N. OCULATA SẢN XUẤT BIODIESEL
46
theo môi trƣờng f/2AW cơ bản: 6 (hàm lƣợng P thấp), 25 (hàm lƣợng P trung
bình) và 120µM PO4
3-
(hàm lƣợng P cao) với 882µM NO3
-
. Dùng NaH2PO4 để
điều chỉnh hàm lƣợng P. Mỗi thí nghiệm đƣợc lập lại 3 lần [31].
- Sự sinh trƣởng và hàm lƣợng lipid trong tế bào
Khi tăng nồng độ phosphate trong môi trƣờng nuôi cấy từ 6µM đến
25µM thì sản lƣợng sinh khối tăng 34%. Tuy nhiên nếu tăng nồng độ
phosphate lên cao hơn nữa, 120µM thì sản lƣợng sinh khối có sự giảm nhẹ
[31].
Hàm lƣợng lipid tăng khi giảm nồng độ phosphate trong môi trƣờng
nuôi cấy [H4]. Khi nồng độ phosphate cao (120µM), hàm lƣợng lipid
giảm mạnh, chỉ còn 11% w/w sinh khối khô. Hàm lƣợng lipid giảm 24% khi
tăng nồng độ phosphate từ 6µM đến 25µM.
Bảng 3. 10: Sản lƣợng sinh khối và thành phần hợp chất hóa sinh của
Nannochloropsis sp. vào ngày thứ 10 tại các nồng độ NaH2PO4 khác nhau [31]
NaH2PO4 (µM) Sinh khối khô (mg/L) Lipid (%w/w)
6 238 ± 15.3 25 ± 3.1
25 318 ± 17.2 19 ± 0.8
120 308 ± 19.7 11 ± 0.3
- Thành phần acid béo
Khi môi trƣờng nuôi cấy có nồng độ phosphate cao, lƣợng acid béo tổng
có xu hƣớng giảm mạnh.
Khi hàm lƣợng phosphate tăng từ 6µM đến 25µM, lƣợng acid oleic
(C18:1) giảm đáng kể, từ 21.6% giảm còn 4.4%. Khi tăng hàm lƣợng
phosphate lên 120µM, C18:1 lại có xu hƣớng tăng, nhƣng tăng rất ít không
đáng kể. Điều này cho thấy sự tăng C18:1 trong hỗn hợp acid béo bằng cách
tăng nồng độ phosphate trong môi trƣờng nuôi cấy là không hiệu quả.
Hàm lƣợng acid palmitic và acid palmitoleic (C16:0 và C16:1) không có
sự thay đổi đáng kể khi thay đổi nồng độ phosphate trong môi trƣờng.
Trong khi đó, hàm lƣợng EPA (C20:5) gia tăng nhiều khi nồng độ
phosphate tăng từ 6µM đến 25µM, cụ thể là từ 12.8% tăng lên 27.9%. Nhƣng
khi nồng độ phosphate tiếp tục tăng từ 25µM đến 120µM thì hàm lƣợng EPA
vẫn giữ nguyên gần nhƣ không đổi.
3. NUÔI N. OCULATA SẢN XUẤT BIODIESEL
47
Bảng 3. 11: Thành phần acid béo (%w/w acid béo tổng) của Nannochloropsis
sp. vào ngày thứ 10 tại các nồng độ NaH2PO4 khác nhau [31]
NaH2PO4 (µM)
6 25 120
TFA (mg/g DW) 148 ± 6.0 88 ± 3.5 29 ± 2.1
Acid béo
C14:0
3.8 ± 0.1
4.3 ± 0.4
3.3 ± 0.1
C16:0 29.8 ± 1.5 25.3 ± 0.5 23.1 ± 0.7
C16:1 23.2 ± 0.2 24.0 ± 0.8 23.0 ± 0.9
C18:0 1.2 ± 0.1 Tr Tr
C18:1 21.6 ± 1.3 4.4 ± 0.5 6.3 ± 0.7
C18:2 3.2 ± 0.4 5.1 ± 0.2 7.6 ± 0.6
C20:1 Tr 3.3 ± 0.2 1.9 ± 0.1
C20:4 2.5 ± 0.4 3.5 ± 0.2 4.4 ± 0.2
C20:5 12.8 ± 1.0 27.9 ± 1.3 27.4 ± 0.5
C22:6 Tr Tr Tr
Các loại khác 1.1 ± 0.1 0.7 ± 0.3 1.7 ± 0.1
- Liên hệ mục tiêu sản xuất biodiesel
Kết quả trên cho thấy rằng tại nồng độ phosphorus 6µM, sự sinh trƣởng
của Nannochloropsis sp. thấp hơn khi nuôi cấy trong môi trƣờng chứa nhiều
phosphorus nhƣng hàm lƣợng lipid trong tế bào lại cao hơn (25%), do đó
năng suất lipid không bị ảnh hƣởng đáng kể.
Mặt khác, tại nồng độ phosphorus thấp, thành phần lipid trong tế bào
vi tảo là phù hợp nhất với mục tiêu sản xuất biodiesel: hàm lƣợng C20:5 thấp,
hàm lƣợng C16:0, C16:1 và C18:1 ở mức cao và ổn định. Sự giới hạn nồng độ
phosphorus trong môi trƣờng cũng giúp giảm bớt chi phí dinh dƣỡng trong
quá trình nuôi cấy.
Vì vậy, việc nuôi cấy Nannochloropsis oculata nhằm sản xuất biodiesel
sẽ đạt hiệu quả cao khi vi tảo đƣợc nuôi cấy trong môi trƣờng hạn chế hàm
lƣợng phosphorus, nồng độ khoảng 6µM NaH2PO4.
4. KẾT LUẬN
48
4. KẾT LUẬN
Vấn đề ô nhiễm môi trƣờng và sự thiếu hụt nguồn năng lƣợng trên toàn cầu
đang là vấn đề thu hút rất nhiều sự quan tâm. Nguồn nhiên liệu hóa thạch sử dụng cho
giao thông vận tải và các phƣơng tiện cơ khí theo dự tính sẽ cạn kiệt trong vòng
50 năm tới. Trong các loại nhiên liệu xăng dầu, diesel có một vai trò quan trọng
và ngày càng đƣợc sử dụng rộng rãi. Chính vì vậy nhiệm vụ tìm ra một nguồn
nhiên liệu mới có khả năng tái sinh và thay thế nguồn nhiên liệu hóa thạch là một
nhiệm vụ cấp bách mang tính thời sự và lịch sử đối với các nhà khoa học. Và biodiesel
đƣợc xem là một giải pháp khả thi, đáp ứng đƣợc các yêu cầu hiện tại.
Biodiesel có thể đƣợc sản xuất từ nhiều nguồn nguyên liệu nhƣ thực vật,
động vật hay nguồn dầu phế thải. Nhƣng để đáp ứng đƣợc nhu cầu sử dụng, chi phí
giá thành và không ảnh hƣởng tới sự đa dạng sinh học cũng nhƣ các hoạt động khác
của con ngƣời (sự xâm lấn rừng và sự phân bố lại đất trồng), chỉ có vi tảo cho thấy có
khả năng trở thành nguồn cung cấp lipid tối ƣu cho việc sản xuất biodiesel.
Trong số các loài vi tảo đƣợc khảo sát cho mục đích nuôi cấy thu lipid phục vụ
cho biodiesel của nhiều nhà khoa học, cũng nhƣ tham khảo qua nhiều tài liệu về
đặc tính của các loài vi tảo, có thể dự đoán rằng Nannochloropsis oculata là một
đối tƣợng rất có tiềm năng nhờ vào khả năng sinh trƣởng mạnh trong môi trƣờng
quang tự dƣỡng, sự tích lũy lipid có thể tăng cao đáng kể dƣới các điều kiện stress
môi trƣờng và thành phần lipid dễ dàng điều khiển thông qua điều kiện nuôi cấy.
Hàm lƣợng carbon cung cấp cho môi trƣờng nuôi cấy vi tảo là rất quan trọng.
Đối với điều kiện sục khí là không khí thì Nannochloropsis oculata sẽ bị thiếu hụt
lƣợng carbon nên mức độ sinh trƣởng không tốt. Khi hàm lƣợng CO2 trong không khí
đạt 2% thì mức độ sinh trƣởng của Nannochloropsis oculata đạt giá trị rất cao.
Trong suốt các khoảng nồng độ CO2 khảo sát (5-15%), nồng độ 2% CO2 chính là
nồng độ tối ƣu để nuôi cấy N. oculata. Tuy nhiên, khi loài vi tảo này đƣợc trải qua
quá trình huấn luyện thích nghi với nồng độ CO2 2% trƣớc, sau đó nuôi cấy trong
môi trƣờng có hàm lƣợng CO2 cao thì vẫn có thể duy trì mức sinh trƣởng khá tốt.
Vì vậy có thể kết hợp việc nuôi cấy N. oculata vừa thu lipid sản xuất biodiesel vừa có
tác dụng cố định CO2 cải thiện sự ô nhiễm môi trƣờng.
Khi đƣợc nuôi dƣỡng trong môi trƣờng sục khí liên tục với hàm lƣợng CO2
thích hợp, sự sinh trƣởng của Nannochloropsis oculata không bị giới hạn bởi nguồn
cung cấp carbon. Lúc này, chính hàm lƣợng nitrogen và phosphorus là yếu tố
4. KẾT LUẬN
49
quan trọng mang tích chất quyết định đến mức độ sinh trƣởng của vi tảo. Sự gia tăng
nồng độ nitrogen và phosphorus trong môi trƣờng nuôi cấy kích thích sự tăng trƣởng
mật độ tế bào trong dịch nuôi cấy. Tuy nhiên, qua kết quả nghiên cứu của các
nhà khoa học đi trƣớc, có thể dự đoán rằng mức độ sinh trƣởng của Nannochloropsis
oculata tăng đáng kể khi điều kiện dinh dƣỡng (N và P) tăng từ nồng độ thấp đến
trung bình, nhƣng khi nồng độ này tăng cao hơn nữa, môi trƣờng nuôi cấy trở thành
môi trƣờng giàu dinh dƣỡng thì mức độ sinh trƣởng của vi tảo gần nhƣ không tăng
thêm mà lại có xu hƣớng giảm nhẹ. Điều này cho thấy rằng, Nannochloropsis oculata
phù hợp khi sống trong môi trƣờng có hàm lƣợng nitrogen và phosphorus ở mức
trung bình. Gia tăng hàm lƣợng một trong hai hoặc cả hai nguyên tố này đều gây ảnh
hƣởng đến sự cân bằng của tỷ lệ C:N hoặc N:P, do đó tác động đến sự sinh trƣởng của
tế bào.
Khi hàm lƣợng nitrogen hoặc phosphorus trong môi trƣờng nuôi cấy bị hạn chế,
vi tảo Nannochloropsis sp. có xu hƣớng gia tăng sự tích lũy lipid trong tế bào.
Xu hƣớng này không đúng đối với tất cả các loài vi tảo, nhƣng theo nghiên cứu
của Shifrin and Chisholm các loài tảo xanh thƣờng cho thấy khả năng gia tăng sự
tích lũy lipid trong điều kiện nuôi cấy thiếu hụt nitrogen [S11]. Hàm lƣợng lipid trong
tế bào Nannochloropsis sp. tăng gần gấp 4 lần khi nuôi trong môi trƣờng có mức độ
N thấp so với nuôi trong môi trƣờng có mức độ N cao [H4]. Tuy nhiên chƣa tìm thấy
tài liệu nào khảo sát đồng thời sự thiếu hụt của cả hai yếu tố dinh dƣỡng N và P lên
quá trình sinh trƣởng và tích lũy lipid đối với vi tảo.
Nannochloropsis oculata là loài vi tảo có thể sống trong một khoảng độ mặn
rộng vì loài tảo này có thể sinh sống trong môi trƣờng nƣớc mặn, nƣớc lợ hoặc
thậm chí nƣớc ngọt. Tuy nhiên, qua kết quả khảo sát của Hu và Gao đối với
Nannochloropsis sp. có thể dự đoán rằng, Nannochloropsis oculata sẽ bị ức chế
sinh trƣởng đáng kể trong môi trƣờng có độ mặn quá cao (trên 60g NaCl/L), sinh
trƣởng tốt trong môi trƣờng có độ mặn từ 20-50g/L, sinh trƣởng tối ƣu khi độ mặn
khoảng 30g/L. Trong khoảng độ mặn phù hợp cho Nannocloropsis oculata phát triển
sinh khối nhiều thì dƣờng nhƣ không ảnh hƣởng đáng kể tới sự tích lũy lipid trong
tế bào vi tảo, dao động trong khoảng 11-12%w/w.
Theo nghiên cứu của Renaud và các cộng sự đối với một số loài vi tảo [R7] thì
nhiệt độ không thể hiện bất kỳ sự ảnh hƣởng nào lên sự tổng hợp lipid trong tế bào.
Trong nghiên cứu của Zhu và các cộng sự [Z1], sự tổng hợp lipid trong vài loài vi tảo
sẽ tăng khi tăng nhiệt độ, đối với loài Nitzschia paleacea [R7]. Tuy nhiên,
4. KẾT LUẬN
50
Nannochloropsis sp. lại cho thấy rất nhạy cảm với nhiệt độ môi trƣờng: ngay cả khi
nhiệt độ thấp hơn hoặc cao hơn nhiệt độ sinh trƣởng tối ƣu, lipid tích lũy trong tế bào
đều có xu hƣớng tăng cao đáng kể, gần nhƣ hàm lƣợng lipid tăng gấp đôi trong tế bào
vi tảo. Vì vậy, có thể dự đoán rằng khi Nannochloropsis oculata đƣợc nuôi trong
môi trƣờng có nhiệt độ 25-270C thì mức độ sinh trƣởng của tế bào vẫn duy trì tốt và
hàm lƣợng lipid trong tế bào cao hơn ở mức nhiệt độ tối ƣu.
Điều kiện ánh sáng trong quá trình nuôi cấy đặc biệt có vai trò quan trọng trong
mục tiêu nuôi cấy Nannochloropsis oculata nhằm sản xuất biodiesel. Chế độ
chiếu sáng ảnh hƣởng sâu sắc đến thành phần lipid nội bào. Tế bào N. oculata trong
điều kiện ánh sáng bình thƣờng (50µmol/m2s) rất giàu acid EPA (C20:5). Acid EPA về
mặt dinh dƣỡng có giá trị cao nhƣng lại không phù hợp để sản xuất biodiesel.
Tuy nhiên, thành phần lipid của N. oculata lại dễ dàng biến đổi tùy thuộc vào mức độ
chiếu sáng. Qua nghiên cứu của Assaf Sukenik và Yael Carmeli, chế độ chiếu sáng
đƣợc xác định là phù hợp với mục tiêu sản xuất biodiesel chính là chiếu sáng ở
cƣờng độ cao, tối thiểu là ở mức ánh sáng bão hòa sự sinh trƣởng, tối đa là khi
dịch nuôi cấy bắt đầu có dấu hiệu bị ức chế sinh trƣởng. Vì vậy, mật độ dòng photon
nên nằm trong khoảng giá trị 400-500µmol/m2s.
51
TÀI LIỆU THAM KHẢO
1. Nguyễn Quang Khải. Những vấn đề phát triển năng lƣợng sinh khối của Việt
Nam. Báo cáo tại Hội thảo Phát triển năng lượng bền vững ở Việt Nam.
2. Al-Widyan MI, Al-Shyoukh AO, 2002. Experimental evaluation of the
transesterification of waste palm oil into biodiesel. Bioresour Technol, 85:
253–256.
3. Antia N. J., Bisalputra T., Cheng J.Y & Kalley, J.P., 1975. Pigment and
cytological evidence for reclassification of Nannochloris oculata and
Monallantis salina in the Eustigmatophyceae. Journal of Phycology, 11: 339-
343.
4. Antolin G, Tinaut FV, Briceno Y, 2002. Optimisation of biodiesel production
by sunflower oil transesterification. Bioresour Technol, 83: 111–4.
5. Attilio Converti, Alessandro A. Casazza, Erika Y. Ortiz, Patrizia Perego,
Marco Del Borghi, 2009. Effect of temperature and nitrogen concentration on
the growth and lipid content of Nannochloropsis oculata and Chlorella
vulgaris for biodiesel production. Chemical Engineering and Processing:
Process Intensification, 48: 1146-1151.
6. Benemann JR, 1997. CO2 mitigation with microalgae systems. J Energy
Convers Manage, 38: S475–9.
7. Bozbas K, 2008. Biodiesel as an alternative motorfuel: production and policies
in the European Union. Renewable and Sustainable Energy Reviews, 12: 542–
52.
8. Bouaid A, Martinez M, Aracil J, 2007. Long storage stability of biodiesel from
vegetable and used frying oils. Fuel, 86: 2596–602.
9. Bunyakiat K, Makmee S, Sawangkeaw R, Ngamprasertsith S, 2006.
Continuous production of biodiesel via transesterification from vegetable oil
supercritical methanol. Energy Fuels, 20:812–7.
10. Cadenas A, Cabezndo S, 1998. Biofuels as sustainable technologies:
perspectives for less developed countries. Technol Forecast Social Change,
58:83–103.
11. Canakci M, Sanli H, 2008. Biodiesel production from various feedstocks and
their effects on the fuel properties. Journal of Industrial Microbiology and
Biotechnolog, 35: 431–441.
52
12. Chan Yoo, So-Young Jun, Jae-Yon Lee, Chi-Yong Ahn, Hee-Mock Oh, 2009.
Selection of microalgae for lipid production under high levels carbon dioxide.
Bioresource Technology.
13. Cheng-Wu Z, Zmora O, Kopel R, Richmond A, 2001. An industrial-size flat
plate glass reactor for mass production of Nannochloropsis sp.
(Eustigmatophyceae). Aquaculture , 195:35–49.
14. Chih-Hung Hsieh, Wen-Teng Wu, 2009. Cultivation of microalgae for oil
production with a cultivation strategy of ure limitation. Bioresource
Technology, 100: 3921-3926.
15. Chisti Y, 2007. Biodiesel from microalgae. Biotechnol Adv, 25: 294–306.
16. Danesi E. D. G., Rangel-Yagui C. O., Carvalho J. C. M., Sato S., 2002. An
investigation of effect of replacing nitrate by urea in the growth and production
of chlorophyll by Spirulina platensis. Biomass Bioenergy, 23: 261–269.
17. Demirbas A, 2003. Biodiesel fuels from vegetable oils via catalytic and non-
catalytic super critical alcohol transesterifications and other methods: a survey.
Energy Convers Manage, 44: 2093–109.
18. Demirbas A, 2002. Biodiesel from vegetable oils via transesterification in
supercritical methanol. Energy Convers Manag, 43: 2349–56.
19. Dewulf J, Van Langenhove H, 2006. Renewables-based technology:
sustainability assessment. John Wiley & Sons, Ltd .
20. European Environmental Agency (EEA), 2004. Greenhouse gas emission
trends and projections in Europe 2004: progress by the EU and its Member
States towards achieving their Kyoto Protocol targets, Roport N
0
5.
Copenhagen, Denmark.
21. European Environmental Agency (EEA), 2007. Greenhouse gas emission
trends and projections om Europe 2007: tracking progress towards Kyoto
targets. European Environmental Agency (EEA) Report N
0
5. Copenhagen,
Denmark.
22. Fabregas J., Garcia D., Morales E., Dominguez A., Otero A., 1998. Renewal
rate of semi continuous cultures of the microalga Porphyridium cruentum
modifies phycoerythrin, exopolysaccharide and fatty acid productivity. J.
Ferment. Bioeng, 86: 477–481.
23. Falkowski, P.G, 1980. Primary Productivity in the sea. Plenum Press, New
York, 99-119.
53
24. Fischer G, Schrattenholzer L, 2001. Global bioenergy potential through 2050.
Biomass Bioenergy, 20: 151–9.
25. Fukuda H, Kondo A, Noda H, 2001. Biodiesel fuel production by
transesterification of oils. J Biosci Bioeng, 92: 405–16.
26. Gerhard Knothe, 2008. “Designer” Biodiesel: Optimizing Fatty Ester
Composition To Improve Fuel Properties. Energy and Fuels.
27. Gilbert R, Perl A, 2008. Transport revolutions: moving people and frieght
without oil. Earthscan.
28. Guan Hua Huang, Feng Chen, Dong Wei, XueWu Zhang, Gu Chen, 2009.
Biodiesel production by microalgal biotechnology. Applied Energy.
29. Guillard R. R. L., Ryther J.H, 1962. Studies of marine planktonic diatoms, I.
Cyclotella nana (Hustedt) and Detonula confervacea (Cleve). Can. J.
Microbiol, 8: 229-239.
30. Haas MJ, 2005. Improving the economics of biodiesel production through the
use of low value lipids as feed stocks: vegetable oil soapstock. Fuel Process
Technol,86: 1087–96.
31. Hanhua Hu, Kunshan Gao, 2006. Response of growth and fatty acid
compositions of Nannochloropsis sp. to invironmental factors under elevated
CO2 concentration. Biotechnol Lett, 28: 987 – 992.
32. Hibberd, D.J., 1980. Notes on the taxonomy and nomenclature of the algal
classes Eustigmatophyceae and Tribophyceae (synonym Xanthophyceae).
Botanical Journal of the Linnean Society (1981), 82: 93-119.
33. Hu H., Gao K., 2003. Optimization of growth and fatty acid composition of a
unicellular marine picoplankton, Nannochloropsis sp., with enriched carbon
sources. Biotechnol. Lett, 25: 421–425.
34. Illman A.M., Scragg A.H., Shales S.W., 2000. Increase in Chlorella strains
calorific values when grown in low nitrogen medium. Enzyme Microb.
Technol, 27: 631-635.
35. International Energy Agency (IEA), 2007. World Energy Outlook 2007. China
and India Insights, Paris, France
36. Karen P. Fawley, Marvin W. Fawley, 2007. Observations on the Diversity and
Ecology of Freshwater Nannochloropsis (Eustigmatophyceae), with
Descriptions of New Taxa. Protist, 158: 325-336.
54
37. Khotimchenko S.V., Yakovleva I.M, 2005. Lipid composition of the red alga
Tichocarpus crinitus exposed to different levels of photon irradiance.
Phytochemistry, 66: 73-79.
38. Knothe G., 2006. Analyzing biodiesel: standards and other methods, J.Am. Oil
Chem. Soc, 8: 823–833.
39. Krawczyk T, 1996. Biodiesel–alternative fuel makes inroads but hurdles
remain. Inform, 7: 801–29.
40. Laherrere J, 2005. Forecasting production from discoverry. ASPO.
41. Lee J.S, Kim D.K, Lee J.P, Park S.C, Koh J.H, Cho H.S., Kim S.W., 2002.
Effect of SO2 and NO on growth of Chlorella sp. KR-1. Biores. Technol, 82: 1-
4.
42. Li Y., Horsman M., Wang B., Wu N., Lan C.Q., 2008. Effects of nitrogen
sources on cell growth and lipid accumulation of green alga Neochloris
oleoabundans. Appl. Microbiol. Biotechnol, 81: 629-636.
43. Liliana Rodolfi, Graziella Chini Zittelli và các cộng sự, 2008. Microalgae for
Oil: Strain Selection, Induction of Lipid Synthesis and Outdoor Mass
Cultivation in a Low-Cost Photobioreactor. Biotechnology and bioengineering.
44. Liu Z.Y., Wang G.C., Zhou B.C., 2008. Effect of iron of growth and lipid
accumulation in Chlorella vulgaris. Biores. Technol, 99: 4717-4722.
45. Ma F, Hanna MA, 1999. Biodiesel production: a review. Bioresour Technol,
70: 1–15.
46. Maruyama I., Nakamura T., Matsubayashi T., Ando Y., Naeda T., 1986.
Identification of the alga known as “marine chlorella” as a member of
Eustigmatophyceae. Jap. J. Phycol, 34: 319-325.
47. Milne TA, Evans RJ, Nagle N, 1990. Catalytic conversion of microalgae and
vegetable oil stop remium gasoline, with shape-selective zeolites. Biomass, 21:
219–32.
48. Minowa T, Yokoyama S, Kishimoto M, Okakurat T, 1995. Oil production
from algal cells of Dunaliella tertiolecta by direct thermochemicall
iquefaction. J Fuel, 74: 1735–8.
49. Minowa T, Yokoya SY, Kishimoto M, Okakura T, 1995. Oil production from
algae cells of Dunaliella Tereiolata by direct thermochemical liquefaction.
Fuel, 74: 1731–8.
55
50. Morais M.G.D, Costa J.A.V, 2007. Biofixation of carbon dioxide by Spirulina
sp. and Scenedesmus obliquus cultivated in a three-stage serial tubular
photobioreactor. J. Biotechnol, 129, 439-445.
51. Morais M.G.D, Costa J.A.V, 2007. Isolation and selection of microalgae from
coal fired thermoelectric power plant for biofixation of carbon dioxide. Energy
Convers. Manage, 48: 2169-2173.
52. Myers J., 1980. Primary Productivity in the Sea. Plenum Press, New York.
53. Naumann, E., 1921. Notizen sur Systematik der Süsswasseralgen. Arkiv for
Botanik, 16(2): 1-19.
54. Oliveira M.A.S., Monteiro M.P., Robbs P.G., Leite S.G., 1999. Growth and
chemical composition of Spirulina maxima and Spirulina platensis biomass at
different temperatures. Aquacult. Int, 7:261–275.
55. Ormerod WG, Freund P, Smith A, Davison J, 2002. Ocean storage of CO2.
IEA greenhouse gas R&D programme. UK: International Energy Agency.
56. Otero A., Garcia D., Morales E.D., Aran J., Fabregas J., 1997. Manipulation of
the biochemical composition of eicosapentaenoic acid-rich microalga
Isochrysis galbana in semi continuous cultures. Biotechnol. Appl. Bioc, 26:
171–177.
57. Pauline Spolaore, Claire Joannis-Cassan, Elie Duran, Arsène Isambert, 2006.
Optimization of Nannochloropsis oculata growth using the response surface
method. J Chem Technol Biotechnol, 81: 1049–1056.
58. Peterson CL, Reece DL, Thompson JC, Beck SM, Chase C, 1996. Ethyl ester
of rapeseed used as a biodiesel fuel–a case study. BiomassBioenergy, 10: 331–
6.
59. Post A.F., Dubinsky Z., Wyman K., Falkowski P.G, 1985. Physiological
responses of a marine planktonic diatom to transition in growth irradiance.
Mar, Ecol, Prog. Ser, 25: 141-149.
60. Ranga Rao A., Sarada T.R., Ravishankar G.A., 2007. Influence of CO2 on
growth and hydrocarbon production in Botryococcus braunii. J. Microbiol.
Biotechnol, 17: 414-419.
61. Reinhardt G, Rettenmaier N, Koppen S, 2008. How sustainable are biofuels for
transportation? Bioenergy: challenges and opportunities. International
conference and exhibition on bioenergy.
62. Renaud S.M., Thinh L.V., Lambrinidis G., Parry D.L., 2002. Effect of
temperature on growth, chemical composition and fatty acid composition of
56
tropical Australian microalgae grown in batch cultures. Aquaculture, 211: 195–
214.
63. Renaud S.M., Zhou H.C., Parry D.L., Thinh L.V., Woo K.C., 1995. Effect of
temperature on the growth, total lipid content and fatty acid composition of
recently isolated tropical microalgae Isochrysis sp., Nitzschia closterium,
Nitzschia paleacea, and commercial species Isochrysis sp., (cloneT.ISO). J.
Appl. Phycol, 7: 595–602.
64. Renewable Fuel Agency (RFA), 2008. The Gallagher review of the indirect
effects of biofuels production.
65. Richardson K., Beardall J., Raven J.A, 1983. Adaptation of unicellular algae to
irradiance: an analysis of strategies. New Phytol, 93: 157-91.
66. Rodolfi L., Zittelli G.C., Bassi N., Padovani G., Biondi N., Bonin G., Tredici,
M.R., 2009. Microalgae for oil: strain selection, induction of lipid synthesis
and outdoor mass cultivation in a low-cost photobioreactor. Biotechnol.
Bioeng, 102: 100-112.
67. Sarmidi Amin, 2009. Review on biofuel oil and gas production processes from
microalgae. Energy Conversion and Management, 50: 1834–1840.
68. Scarlat N, Dallemand JF, Pinilla FG, 2008. Impact on agricultural land
resources of biofuels production and use in the European Union. Bioenergy:
challenges and opportunities. International conference and exhibition on
bioenergy.
69. Sharp CA, 1996. Emissions and lubricity evaluation of rapeseed derived
biodiesel fuels [R]. Final Report for Montana Department of Environmental
Quality. Southwest Research Institute.
70. Sheehan J, Cambreco, Duffield J, Graboski M, Shapouri H, 1998. An overview
of biodiesel and petroleum diesel life cycles. US Department of agriculture
and Energy Report, 1–35.
71. Sheehan J, Dunahay T, Benemann J, Roessler P, 1998. A look back at the U.S.
Department of Energy’s aquatic species program: biodiesel from algae.
NREL/TP-580-24190, National Renewable Energy Laboratory, USA.
72. Sheng – Yi Chiu, Chien – Ya Kao, Ming – Ta Tsai, Seow – Chin Ong, Chiun –
Hsun Chen, Chih – Sheng Lin, 2009. Lipid accumulation and CO2 utilization
of Nannochloropsis oculata in response to CO2 aeration. Bioresource
Technology, 100: 833 – 838.
57
73. Shifrin NS, Chisholm SW, 1981. Phytoplankton lipids: interspecific
differences and effects of nitrate, silicate and light-dark cycles. J Phycol, 17:
374–384.
74. Soletto D., Binaghi L., Lodi A., Carvalho J. C. M., Converti A., 2005. Batch
and fed-batch cultivation of Spirulina platensis using ammonium sulphate and
urea as nitrogen sources. Aquaculture, 243: 217–224.
75. Srivastava A, Prasad R ,2000. Triglycerides-based diesel fuels. Renew Sustain
Energy Rev, 4: 111–133.
76. Sukenik A., Bennett J., Falkowski P.G, 1987. Light saturated photosynthesis
limitation by electron transport or carbon fixation? Biochim. Biophys. Acta,
891: 205-15.
77. Sukenik A., Carmeli Y., 1989. Regulation of fatty acid composition by
irradiance level in the Eutigmatophyte Nannochloropsis sp. J. Phycol, 25: 686-
692.
78. Takagi M., Karseno, Yoshida T., 2006. Effect of salt concentration on intra
cellular accumulation of lipids and triacylglyceride in marine microalgae
Dunaliella cells. J. Biosci. Bioeng, 101: 223–226.
79. Takagi M., Watanabe K., Yamaberi K., Yoshida T., 2000. Limited feeding of
potassium nitrate for intracellular lipid and triglyceride accumulation of
Nannochloris sp. UTEX LB1999. Appl. Microbiol. Biotechnol, 54: 112-117.
80. Teresa M.Mata, António A.Martins, Nidia. S., 2009. Caetano, Microalgae for
biodiesel production and other application: A review. Renewable and
Sustainable Energy Reviews, 757.
81. Thompson P.A., Guo M., Harrison P.J., 1992a. Effects of variation of
temperature: I. On the biochemical composition of eight species of marine
phytoplankton. J. Phycol, 28: 481-488.
82. Vicente G, Martinez M, Aracil J, 2004. Integrated biodiesel production: a
comparison of different homogeneous catalysts systems. Bioresour Technol,
92: 297–305.
83. Vonshak A, 1990. Recent advances in microalgal biotechnology. Biotech Adv,
8: 709–27.
84. Warabi Y, Kusdiana D, Saka S, 2004. Reactivity of triglycerides and fatty
acids of rapeseed oil in supercritical alcohols. Bioresource Technology, 91 (3):
283–7.
58
85. Watanabe Y, Hall DO, 1996. Photosynthetic CO2 conversion technologies
using a photobioreactor in corporating microalgae-energy and material
balances. J Energy Convers Manage, 37(6–8): 1321–6.
86. Wen ZY, Chen F, 2000. Optimization of nitrogen sources for heterotrophic
production of eicosapentaenoic acid by the diatom Nitzschialaevis. Enzyme
Microbiol Techno, 29: 341–7.
87. Xu H, Miao XL, Wu QY, 2006. High quality biodiesel production from a
microalga Chlorella protothecoides by heterotrophic growth in fermenters. J
Biotechnol, 126: 499–507.
88. Xu N., Zhang X., Fan X., Han L., Zeng C., 2001. Effects of nitrogen source
and concentration on growth rate and fatty acid composition of Ellipsoidion sp.
(Eustigmatophyta). J. Appl. Phycol, 13: 463–469.
89. Yang C, Hua Q, Shimizu K, 2000. Energetics and carbon metabolism during
growth of microalgal cells under photoautotrophic, mixotrophic and cyclic
light-autotrophic/dark-heterotrophic conditions. Biochem Eng J, 6:87–102.
90. Yung K.H., Mudd J.B., 1966. Lipid synthesis in the presence of nitrogenous
Compounds in Chlorella pyrenoidosa. Plant Physiol, 41: 506–509.
91. Zhu CJ, Lee YK, Chao TM, 1997. Effect of temperature and growth phase on
lipid and biochemical composition of Isochrysis galbana TK1. J. Appl. Phycol,
9: 451–457.
92. Oilgae. Algal oil yields. .
ww1
Các file đính kèm theo tài liệu này:
- SẢN-XUẤT-LIPID-TỪ-VI-TẢO.pdf