Khóa luận tốt nghiệp ứng dụng kỹ thuật rt - Pcr để phát hiện virus gây hội chứng rối loạn sinh sản và hô hấp ở lợn

BỘ GIÁO DỤC VÀ ĐÀO TẠO TRƢỜNG ĐẠI HỌC NÔNG LÂM TP.HCM BỘ MÔN CÔNG NGHỆ SINH HỌC ***00*** KHÓA LUẬN TỐT NGHIỆP ỨNG DỤNG KỸ THUẬT RT - PCR ĐỂ PHÁT HIỆN VIRUS GÂY HỘI CHỨNG RỐI LOẠN SINH SẢN VÀ HÔ HẤP Ở LỢN Ngành học: CÔNG NGHỆ SINH HỌC Niên khóa: 2001 – 2005 Sinh viên thực hiện: NGUYỄN NHẤT BẢO QUỐC Thành phố Hồ Chí Minh Tháng 9 - 2005 BỘ GIÁO DỤC VÀ ĐÀO TẠO TRƢỜNG ĐẠI HỌC NÔNG LÂM TP.HCM BỘ MÔN CÔNG NGHỆ SINH HỌC ***00*** ỨNG DỤNG KỸ THUẬT RT - PCR ĐỂ PHÁT HIỆN VIRUS GÂY HỘI CHỨNG RỐI LOẠN SINH SẢN VÀ HÔ HẤP Ở LỢN Giáo viên hƣớng dẫn: TS. NGUYỄN NGỌC HẢI PGS.TS TRẦN THỊ DÂN Thành phố Hồ Chí Minh Tháng 9 - 2005 Sinh viên thực hiện: NGUYỄN NHẤT BẢO QUỐC LỜI CẢM TẠ Chân thành cảm ơn: Ban giám hiệu Trường Đại Học Nông Lâm Thành Phố Hồ Chí Minh, Ban chủ nhiệm Bộ Môn Công Nghệ Sinh Học cùng tất cả quý Thầy Cô đã truyền đạt kiến thức cho tôi trong suốt quá trình học tập tại trường. Các Thầy Cô và anh chị tại Trung Tâm Phân Tích Thí Nghiệm Trường Đại Học Nông Lâm TP.Hồ Chí Minh đã tận tình chỉ bảo và tạo mọi điều kiện tốt nhất cho tôi trong suốt quá trình thực tập tốt nghiệp. Cô Bích Liên, Thầy Ngọc, chị Trang và các Thầy Cô khoa Chăn Nuôi Thú Y đã tận tình giúp đỡ và chỉ bảo tôi trong suốt quá trình thực tập tốt nghiệp Các bạn lớp Công Nghệ Sinh học 27 đã động viên và giúp đỡ tôi trong suốt quá trình học tập. Đặc biệt xin chân thành cảm ơn: TS. Nguyễn Ngọc Hải và PGS.TS Trần Thị Dân đã tận tình dạy bảo, hướng dẫn, giúp đỡ và động viên tôi trong suốt quá trình nghiên cứu và thực hiện khóa luận. Con xin gửi lòng biết ơn sâu sắc đến bố mẹ, những người đã sinh thành, nuôi dưỡng, dạy dỗ và luôn bên con trong mọi thời điểm. Thủ Đức, ngày 25 tháng 08 năm 2005 Nguyễn Nhất Bảo Quốc i TÓM TẮT NGUYỄN NHẤT BẢO QUỐC, Đại Học Nông Lâm TP. Hồ Chí Minh. Đề tài: “ỨNG DỤNG KỸ THUẬT RT-PCR ĐỂ PHÁT HIỆN VIRUS GÂY HỘI CHỨNG RỐI LOẠN SINH SẢN VÀ HÔ HẤP Ở LỢN”. Đề tài được thực hiện từ ngày 10/03/2005 đến ngày 15/08/2005 tại Trung Tâm Phân Tích Thí Nghiệm Hóa Sinh Trường Đại Học Nông Lâm Tp.Hồ Chí Minh. Hội đồng hướng dẫn: TS. Nguyễn Ngọc Hải PGS.TS. Trần Thị Dân Mục tiêu của đề tài là thăm dò khả năng sử dụng quy trình RT-PCR để phát hiện virus gây bệnh PRRS trên lợn. Nội dung nghiên cứu bao gồm: - Xây dựng quy trình RT-PCR trên mẫu RNA chuẩn của virus gây bệnh PRRS đồng thời kiểm tra khả năng của ba loại Taq dự kiến sử dụng (Taq Beat Hot Start của công ty Promega, Taq polymerase của công ty Biorad, Taq polymersa của công ty ABgene). - Ly trích RNA trên các mẫu phổi bằng quy trình dùng TRIzol và điện di RNA tổng số nhằm kiểm tra khả năng sử dụng quy trình này trong việc ly trích RNA của virus. - Ly trích RNA từ các mẫu huyết thanh và dịch nuôi cấy tế bào từ những lợn nghi ngờ bị nhiễm bệnh PRRS dựa vào kết quả ELISA. Sau đó thực hiện phản ứng RT-PCR để kiểm tra sự hiện diện RNA của virus gây bệnh PRRS trong các mẫu này. Kết quả, đã thành công trong việc xây dựng quy trình phát hiện RNA chuẩn của virus gây bệnh PRRS và đã áp dụng thành công trong việc sử dụng TRIzol để ly trích RNA. Tiến hành RT-PCR với sản phẩm ly trích RNA từ các mẫu thu nhận bằng cả hai quy trình sử dụng bộ kit và sử dụng TRIzol, kết quả thu nhận là tất cả các mẫu xét nghiệm đều không có sự hiện diện của virus tại thời điểm xét nghiệm. ii MỤC LỤC Tên mục Trang LỜI CẢM TẠ .......................................................................................................... iii TÓM TẮT ................................................................................................................. iv MỤC LỤC .................................................................................................................. v DANH SÁCH CÁC CHỮ VIẾT TẮT .................................................................... viii DANH MỤC CÁC HÌNH, BẢNG VÀ SƠ ĐỒ ........................................................ ix Phần I: MỞ ĐẦU ...................................................................................................... 1 1.1 Đặt vấn đề ........................................................................................................ 1 1.2 Mục đích và yêu cầu ........................................................................................ 2 PHẦN II: TỔNG QUAN TÀI LIỆU ....................................................................... 3 2.1 Hội chứng rối loạn sinh sản và hô hấp ở lợn .................................................. 3 2.1.1 Giới thiệu................................................................................................... 3 2.1.2 Lịch sử bệnh .............................................................................................. 3 2.1.3 Dịch tễ học ................................................................................................ 4 2.1.4 Các con đường lây nhiễm ......................................................................... 5 2.1.4.1 Sự lây truyền dọc ................................................................................. 5 2.1.4.2 Sự lây truyền ngang ............................................................................. 6 2.1.5 Triệu chứng lâm sàng ................................................................................ 7 2.1.6 Bệnh tích ................................................................................................... 8 2.2 Các phương pháp dùng trong chẩn đóan bệnh do virus PRRS gây ra ............. 8 2.2.1. Phân lập virus sống ................................................................................... 8 2.2.2. Phân lập virus hoặc kháng nguyên virus ................................................... 9 2.2.3. Phương pháp phát hiện kháng thể trong huyết thanh .............................. 10 2.2.4. Phương pháp RT- PCR để phát hiện virus gây bệnh PRRS ................... 12 2.3. Phương pháp PCR .......................................................................................... 13 2.3.1. Nguyên tắc .............................................................................................. 13 2.3.2. Các thành phần tham gia phản ứng PCR ................................................ 13 2.3.3. Các yếu tố ảnh hưởng đến PCR .............................................................. 14 2.3.4. Thiết bị và dụng cụ cho phản ứng PCR .................................................. 15 iii 2.4 Phương pháp RT-PCR ................................................................................... 16 2.4.1. Nguyên tắc của phản ứng RT-PCR ......................................................... 16 2.4.2. Các enzyme sử dụng cho phiên mã ngược .............................................. 16 2.4.3. Các primer trong phiên mã ngược .......................................................... 18 PHẦN III: NỘI DUNG VÀ PHƢƠNG PHÁP ..................................................... 20 3.1. Thời gian và địa điểm nghiên cứu .................................................................. 20 3.2. Nội dung nghiên cứu ...................................................................................... 20 3.3. Vật liệu và hóa chất ........................................................................................ 20 3.3.1. Mẫu xét nghiệm ...................................................................................... 20 3.3.2. Cặp primer trong phản ứng RT-PCR ...................................................... 20 3.3.3. Vật liệu và hóa chất cho chiết tách RNA ................................................ 21 3.3.4. Vật liệu và hóa chất cho điện di RNA .................................................... 21 3.3.5. Vật liệu và hóa chất cho RT-PCR ........................................................... 21 3.3.6. Vật liệu và hóa chất cho điện di sản phẩm RT-PCR............................... 22 3.4. Thiết bị và dụng cụ ......................................................................................... 22 3.5. Các phương pháp ........................................................................................... 22 3.5.1. Bảo quản dịch nuôi cấy tế bào ................................................................ 22 3.5.2. Chẩn bị và bảo quản mẫu huyết thanh .................................................... 23 3.5.3. Tách chiết RNA từ dịch nuôi cấy tế bào và huyết thanh theo quy trình sử dụng TRIzol ................................................................................................... 23 3.5.4. Phương pháp điện di RNA trên gel biến tính .......................................... 24 3.5.5. Phương pháp RT-PCR trên RNA virus ................................................... 25 3.5.6. Điện di sản phẩm RT-PCR...................................................................... 27 PHẦN IV: KẾT QUẢ VÀ THẢO LUẬN ............................................................. 28 4.1. Kết quả RT-PCR trên mẫu chuẩn của PRRSV .............................................. 28 4.1.1. RT-PCR với Taq beat hot start (Promega) .............................................. 28 4.1.2. RT-PCR với Taq polymerase của Biorad và ABgene ............................ 29 4.2. Kết quả RT-PCR trên mẫu RNA ly trích ....................................................... 30 4.2.1. RT-PCR với Taq beat hot start trên RNA ly trích từ huyết thanh bằng phương pháp sử dụng TRIzol .............................................................................. 30 4.2.2. RT-PCR với Taq polymerase của Biorad và ABgene trên các mẫu ly trích từ dịch nuôi cấy tế bào sử dụng quy trình ly trích theo bộ kit ............................ 31 iv 4.3. Điện di RNA trên mẫu ly trích ........................................................................ 32 4.4. Kiểm tra độ đặc hiệu của các cặp primer ........................................................ 33 4.5. RT-PCR sử dụng cặp primer P1, P2 .............................................................. 33 PHẦN V: KẾT LUẬN VÀ ĐỀ NGHỊ ................................................................... 35 5.1. Kết luận .......................................................................................................... 35 5.2. Đề nghị ........................................................................................................... 35 TÀI LIỆU THAM KHẢO ...................................................................................... 36 PHỤ LỤC .................................................................................................................. x v DANH SÁCH CHỮ VIẾT TẮT - AMV: Avian myeloblastosis virus - DEPC: Diethyl pyrocarbonate - dNTP: Deoxynucleotide triphosphate - EAV: Equine arteritis virus - EDTA: Ethylene diamine tetra acetid acide - ELISA: Enzyme linked immunosorbent assay - FAb: Fluorescent antibody - FA: Formaldehyde agarose - IHC: Immunohistochemistry staining - IMPA: Immunoperoxidase monolayer assay - LDV: Lactase dehydrogenase elevating virus - MDS: Mystery swine disease - MOPS: 3- morpholine propane sulphonate - ORF: Open reading fraction - PAMs: Pulmonary alveolar macrophage - PRRSV: Porcine reproduction and respiratory syndrome virus - RT-PCR: Reverse transcriptase polymerase chain reaction - SHFV: Simian hemorrhagic fewer virus - SNV: Serum neutralization virus - TBE: Tris borate EDTA - TE: Tris EDTA - μl: Micro lit vi DANH MỤC CÁC HÌNH, BẢNG VÀ SƠ ĐỒ Tên mục Trang Sơ đồ 2.1. Quá trình hoặt động của các primer trong phiên mã ngược ........................ 19 Bảng 3.1. Cặp primer sử dụng trong phản ứng .............................................................. 21 Bảng 3.2. Thành phần phản ứng RT-PCR ..................................................................... 25 Bảng 3.3. Chu kỳ nhiệt cho phản ứng RT-PCR ............................................................. 26 Hình 4.1. Sản phẩm RT-PCR trên mẫu RNA chuẩn khi dùng với Taq Beat Hot Start 28 Hình 4.2. Sản phẩm RT-PCR trên mẫu RNA chuẩn khi dùng Taq polymerase của công ty Biorad và Abgene. ...................................................................................................... 29 Hình 4.3. Sản phẩm RT-PCR với Taq Beat trên mẫu chuẩn và 5 mẫu ly trích theo TRIzol .............................................................................................................................. 30 Hình 4.4. Sản phẩm RT-PCR dùng Taq ABgene trên mẫu chuẩn và 5 mẫu ly trích theo bộ kit ................................................................................................................................ 31 Hình 4.5. Sản phẩm điện di RNA sau ly trích................................................................ 32 Hình 4.6. Sản phẩm RT-PCR dùng cặp primer P1, P2 trên một mẫu RNA chuẩn và 5 mẫu huyết thanh ly trích theo quy trình dùng TRIzol ................................................... 34 vii Phần I. MỞ ĐẦU 1.1 Đặt vấn đề Porcine reproductive and respiratory syndrome virus (PRRSV) là tác nhân chính gây hội chứng rối loạn sinh sản và hô hấp ở lợn – PRRS (porcine reproductive and respiratory syndrome). Đây là một bệnh mới, phức tạp. Đặc trưng của bệnh là gây sẩy thai ở giai đoạn cuối, chết thai và thai khô hoặc lợn con sinh ra yếu, bệnh biểu hiện ở hệ hô hấp của lợn con theo mẹ và lợn cai sữa, bệnh còn làm trì hoãn sự động dục và những khó khăn về hô hấp ở lợn. Bệnh có thể xảy ra ở tất cả các kiểu chăn nuôi: nuôi nhốt hay thả rong; tập trung hay phân tán, qui mô đàn lớn hay nhỏ và tình trạng sức khoẻ tốt hay xấu. Nguyên nhân lây bệnh phổ biến là do thiếu cách ly hoặc kiểm dịch đối với lợn mua, ở gần đàn mắc bệnh và qui mô đàn lớn. Do tính chất nghiêm trọng và khả năng lây lan rộng của bệnh, việc chẩn đoán và phát hiện bệnh sớm là rất quan trọng. Tuy nhiên việc phát hiện theo phương pháp nuôi cấy truyền thống thì lại rất khó khăn và mất nhiều thời gian. Cho đến những năm gần đây, kỹ thuật sinh học phân tử đã phát triển một cách mạnh mẽ và chứng minh được vai trò ưu việt, trong đó kỹ thuật PCR ngày càng được ứng dụng rộng rãi hơn. Đây là một kỹ thuật có độ chính xác cao, ít tiêu tốn thời gian và về mặt chi phí thì có thể chấp nhận được. Nhằm mục đích ứng dụng rộng rãi kỹ thuật sinh học phân tử vào công tác chẩn đoán, được sự chấp nhận của bộ môn Công Nghệ Sinh Học trường Đại Học Nông Lâm TP. Hồ Chí Minh, dưới sự hướng dẫn của TS. Nguyễn Ngọc Hải và PGS.TS Trần Thị Dân, chúng tôi thực hiện đề tài: “Ứng dụng kỹ thuật RT - PCR để phát hiện virus gây hội chứng rối loạn sinh sản và hô hấp ở lợn”. 1 1.2. Mục tiêu – yêu cầu Mục tiêu Thăm dò khả năng ứng dụng kỹ thuật RT-PCR (Reverse transcriptase polymerase chain reaction) trong chẩn đoán virus PRRS. Yêu cầu - Thiết lập quy trình phát hiện sự hiện diện RNA của virus PRRS trong mẫu RNA chuẩn. - Ly trích RNA và điện di RNA từ một số mẫu bệnh phẩm. - Sử dụng quy trình RT - PCR vừa thiết lập để kiểm tra sự hiện diện RNA virus trong huyết thanh và trong dịch nuôi cấy tế bào. 2 Phần II. TỔNG QUAN TÀI LIỆU 2.1. Hội chứng rối loạn sinh sản và hô hấp ở lợn (PRRS) 2.1.1. Giới thiệu Hội chứng rối loạn sinh sản và hô hấp ở lợn – PRRS (porcine reproductive and respiratory syndrome) là bệnh gây ra bởi virus thuộc nhóm Arteriviridae có khả năng xâm nhiễm vào đại thực bào và mô. Đặc biệt, bệnh có một lịch sử dịch tễ học phức tạp và rất khó kiểm soát đối với những điều kiện thông thường trong chăn nuôi lợn công nghiệp. Đây là một trong những bệnh gây ra sự tổn thất vô cùng lớn trong nền công nghiệp nuôi lợn trên thế giới Bệnh được phát hiện lần đầu tiên vào năm 1987 ở Mỹ và được gọi với nhiều tên gọi khác nhau như “bệnh thần bí ở lợn”, “bệnh tai xanh ở lợn”, “hội chứng rối loạn sinh sản và hô hấp ở lợn”(2). Đầu tiên, trên cơ sở về hình thái học, tổ chức gene, sự sao chép, dịch mã và vị trí protein giống nhau, PRRSV đã được định danh cùng nhóm với virus gây viêm động mạch ở ngựa (EAV: equine arteritis virus), virus LDV (lactate dehydrogenase elevating virus) và virus gây sốt xuất huyết ở khỉ (SHFV: simian hemorrhagic fewer virus). Những họ virus này có khả năng sao chép trong đại thực bào và nhiễm bệnh lâu dài trên vật chủ tự nhiên của chúng (dẫn liệu từ tài liệu tham khảo 7). Nhìn chung, PRRS có những biểu hiện lâm sàng giống nhau giữa dòng Châu Mỹ và dòng Châu Âu. Tuy nhiên, những dòng này có những đặc tính gây bệnh, kiểu kháng nguyên và những đặc tính di truyền khác nhau. Những đặc điểm khác nhau này là cơ sở cho việc phân loại các dòng thành hai nhóm nhỏ: nhóm A gồm hầu hết các dòng ở Nam Mỹ và nhóm B gồm hầu hết các dòng ở Châu Âu (19). 2.1.2. Lịch sử bệnh (11) Vào cuối thập niên 80 đã xảy ra một trận đại dịch ở Mỹ. Người ta mô tả đầu tiên về một hội chứng bệnh ở vùng phía nam Carolina, bao gồm việc suy giảm mạnh khả năng sinh sản, viêm phổi sau cai sữa, gia tăng tỉ lệ tử vong ở heo. Nguyên nhân lúc bấy giờ chưa được biết, do đó được gọi với tên gọi “bệnh thần bí ở lợn” (MSD: mystery swine disease). 3 Đầu tiên có rất nhiều ý kiến về nguyên nhân gây ra trận đại dịch, bao gồm, nguyên nhân do virus viêm não và cơ tim (Encephalomyocarditis), hog cholera virus, porcine enterovirus, porcine parvovirus, pseudorabies virus,… và cả nguyên nhân do thức ăn bị nhiễm độc tố nấm (mycotoxins). Ở Canada, một dạng virus gây bệnh cúm type A được phân lập ở heo con bệnh về hô hấp và cũng được đưa vào danh sách nghi ngờ nguyên nhân gây ra “bệnh thần bí”. Việc tìm hiểu nguyên nhân gây bệnh ngày càng khó khăn bởi vì nhiều tác nhân gây bệnh được phân lập từ “bệnh thần bí”. Ở Châu Âu, một trận dịch tương tự như MSD cũng được báo cáo ở vùng Münster của Đức (1992), bệnh này lập tức lan ra một cách nhanh chóng và có đến khoảng 3000 trận dịch đã xảy ra ở Đức cho đến tháng 5 năm 1991. Không tìm thấy sự liên quan nào giữa trận dịch ở Đức và ở Mỹ (Anoon, 1991). Căn bệnh này cũng được báo cáo ở Netherlands vào tháng 1 năm 1991 và ở Belgium vào tháng 3 năm 1991 (OIE, 1992). Trường hợp đầu tiên của bệnh phát hiện ở Tây Ban Nha là qua biểu hiện lâm sàng của đàn heo sống nhập khẩu. Ba trận dịch được báo cáo ở Tây Ban Nha, trong đó hai trường hợp xảy ra ở tỉnh Huesca và một trường hợp xảy ra ở tỉnh Lerida, tất cả các heo ở đây đều bị giết thịt nhanh chóng. Ở Anh, “bệnh tai xanh” (một dạng biểu hiện lâm sàng của bệnh PRRS) xuất hiện vào tháng 5 năm 1991 . Điều đáng chú ý là ở Anh tại thời điểm này không có hiện tượng nhập khẩu heo sống, tinh trùng hay phôi từ những quốc gia đang có bệnh MDS trong vòng 12 tháng; vì vậy không có sự giải thích rõ ràng về nguồn gốc gây ra căn bệnh này ở Anh. Ở Pháp, những trận dịch đầu tiên xảy ra ở Brittany vào tháng 10 năm 1991, sau đó là trận dịch ở Đan Mạch vào tháng 3 năm 1992. Ở châu Á, trận dịch đầu tiên xuất hiện ở Nhật năm 1988 và Đài Loan vào năm 1991. Như vậy, đại dịch MSD đã lan truyền trên hầu hết các trung tâm chăn nuôi lợn lớn trên thế giới chỉ trong khoảng thời gian vài năm. Bệnh này trước đây được gọi với nhiều tên khác nhau. Cho đến năm 1992, tổ chức dịch tể thế giới (OIE) và hội nghị quốc tế về bệnh này ở St.Paul, Minnestota đã nhất trí sử dụng tên PRRS để chỉ loại bệnh này. 2.1.3. Dịch tễ học Bệnh PRRS nổi lên trong ngành chăn nuôi lợn ở Bắc Mỹ và Châu Âu từ những năm 1987. Bệnh này cũng gặp ở Mỹ, Hà Lan, Pháp, Canada, Đức và Anh. Điều tra huyết thanh học ở đàn lợn nái có biểu hiện lâm sàng nghi ngờ nhiễm bệnh PRRS cho 4 thấy rằng 75 % bệnh có phản ứng dương tính với virus Lelystad, gần 10 % có dương tính với các virus khác như Encephalomyocarditis(2). Ở Châu Âu, bệnh này được phát hiện lần đầu tiên ở Đức vào tháng 11/1991, ở Hà Lan vào tháng 1/1991. Bệnh này nhanh chóng lây lan theo hướng tây nam và sau đó chuyển sang hướng bắc theo hướng gió thổi. Việc lan truyền theo đường không khí cũng được đề cập đến vì ngay cả những đàn được chăm sóc và cách ly tốt với đàn bị bệnh cũng bị nhiễm bệnh. Việc lây lan bệnh liên quan tới việc vận chuyển lợn cái hậu bị từ các đàn giống riêng lẻ tới các trại giống khác. Mở rộng điều tra không phát hiện được bệnh lúc đầu được đưa vào Anh như thế nào. Việc áp dụng luật hạn chế vận chuyển lợn từ đàn bị bệnh đã làm chậm tốc độ lây lan bệnh nhưng việc lây lan bệnh vẫn xảy ra thường xuyên ở khoảng cách vài km trong những vùng có mật độ gia súc lớn. Ở Việt Nam, bệnh được phát hiện lần đầu tiên bằng các phản ứng huyết thanh học vào năm 1997, trên đàn lợn nhập từ Mỹ phát hiện có 10 con bị bệnh trong tổng số 51 con. Trong báo cáo của Trung tâm thú y vùng TP.Hồ Chí Minh đã điều tra huyết thanh học ở 17 trại chăn nuôi lợn thuộc các tỉnh Hồ Chí Minh, Đồng Nai, Tiền Giang và Vĩnh Long kết quả cho thấy 6 trại giống có huyết thanh dương tính, 596 trong tổng số 3402 con xét nghiệm có phản ứng dương tính. Tỉ lệ dương tính ở mỗi trại là từ 1,3 % đến 68,29 % (2). Bệnh ảnh hưởng tới lợn nái, lợn chửa và lợn con theo mẹ, lợn mới cai sữa, lợn đang lớn và lợn thịt ở giai đoạn cuối. 2.1.4. Các con đƣờng lây nhiễm Sự lan truyền tác nhân gây bệnh xảy ra khi tác nhân gây bệnh được thoát ra khỏi vật chủ, giải phóng ra môi trường bên ngoài, vượt qua được hàng rào phòng thủ của vật chủ và tiếp cận đến vị trí sao chép trong một vật chủ mới và nhạy cảm. Sự lan truyền của virus PRRS thông qua nhiều con đường khác nhau (4). 2.1.4.1. Sự lây truyền dọc Sự lan truyền của virus PRRS qua nhau thai được báo cáo đầu tiên bởi Christianson và cộng sự (1992). Cho đến ngày nay, đã có những chứng cứ chắc chắn rằng virus xuất hiện ở tháng thứ ba trong quá trình mang thai. Tuy nhiên, Molitor và 5 cộng sự (2001) khám phá ra rằng trong một vài trường hợp virus có thể phân lập vào ngày thứ 30 trong thời kỳ mang thai (4). Virus PRRS còn có thể lây truyền thông qua quá trình thụ tinh. Prieto và cộng sự (1996) phát hiện ra rằng khi thụ tinh bằng tinh dịch bị nhiễm virus PRRS Tây Ban Nha dòng 5710 không ảnh hưởng đến sự thụ thai, nhưng virus lại phát hiện trong phôi 20 ngày tuổi (4). 2.1.4.2. Sự lây truyền ngang Sự truyền lây trực tiếp Sự truyền lây virus PRRS thường xuyên xảy ra thông qua con đường truyền lây trực tiếp. Chẳng hạn như sự truyền lây thông qua sự tương tác gần giữa các con thú hay thông qua các dịch bị lây nhiễm (tinh dịch, máu ngay cả từ sữa). Việc chăn nuôi theo bầy và tập tính hay tấn công nhau là một nguyên nhân rất quan trọng dẩn đến sự truyền lây trực tiếp (11). Sự truyền lây gián tiếp (4) Sự truyền lây gián tiếp là sự truyền lây thông qua một vật mang tác nhân lây nhiễm. Các vật mang ở đây có thể là kiến, loài chân đốt (arthropods) và khí dung (aerosol). Theo những nghiên cứu trước đây, PRRS rất dễ bị bất hoạt khi bị bài thải ra môi trường xung quanh. Theo nghiên cứu của Pirtle và Beran (1996) trong điều kiện ấm và khô virus PRRS sẽ bị bất hoạt rất nhanh. Otake và cộng sự trong một nghiên cứu năm 2002 cho rằng virus PRRS có thể tồn tại trên trang phục của công nhân trong thời gian khoảng 60 phút sau khi người công nhân tiếp xúc với heo bị nhiễm bệnh. Sự lây nhiễm máu trên các công cụ y tế cũng là tác nhân truyền bệnh. Côn trùng (9) Côn trùng là một tác nhân lây truyền bệnh rất nguy hiểm. Côn trùng được xem là một vật mang cơ học, thể hiện ở chổ tác nhân gây bệnh thông qua côn trùng có thể được mang đi khắp nơi. Côn trùng còn được xem là một vật mang sinh học, thể hiện ở chổ các tác nhân gây bệnh có thể sao chép để nhân lên trong vật mang trước khi lây truyền cho vật chủ. Vai trò của côn trùng trong việc truyền lây virus PRRS là một lĩnh vực được nghiên cứu thường xuyên. Năm 2002, Otake và cộng sự đã có báo cáo về việc phát hiện virus PRRS trên lớp vỏ của một loài chân khớp sau khi có trận bùng phát bệnh 6 dịch PRRS. Sau đó, họ đã chứng minh sự truyền lây cơ học dưới điều kiện thí nghiệm trong 2 đến 4 thử nghiệm bằng cách cho côn trùng chân khớp kiếm ăn trên heo nhiễm bệnh. Otake và cộng sự (2002) cũng đã tiến hành thử nghiệm khả năng truyền lây virus PRRS thông qua ruồi. Bằng cách làm trầy da heo bị nhiễm bệnh và heo chưa nhiễm bệnh, ông phát hiện ra rằng thông qua vết thương và nhờ ruồi làm vật mang, PRRSV có thể truyền lây từ heo bệnh sang heo chưa bệnh. Trong một thí nghiệm khác, ruồi được cho đậu trên heo bị nhiễm bệnh lâm sàng sau đó được giữ ở 270C và được kiểm tra sự hiện diện virus PRRS, kết quả, PRRSV có thể phát hiện trên ruồi trong khoảng thời gian từ 0 giờ đến 6 giờ sau khi tiếp xúc. Nhưng những khoảng thời gian quan sát sau đó (12, 24, 48, 72 và 96 giờ) thì không phát hiện được. Mặc dù đã nhiều nghiên cứu cho thấy các loài chân khớp và ruồi nhà có thể mang virus PRRS nhưng việc kết luận chúng có phải là tác nhân lan truyền virus hay không đòi hỏi phải có nhiều nghiên cứu về lĩnh vực này. 2.1.5. Triệu chứng lâm sàng Lợn hậu bị và lợn nái sinh sản ở mọi lứa tuổi Bỏ ăn, sốt kéo dài ở kỳ đầu, sẩy thai ở kỳ giữa và cuối cùng thường có thai lớn chết khô hoặc từng phần của thai bị phân hủy, làm tăng tỉ lệ thai chết, lợn con sinh ra yếu, thường thở khó, tiêu chảy. Giai đoạn này bệnh sinh sản kèm theo bệnh hô hấp từ mức độ trung bình tới mức độ nặng ở lợn con sơ sinh và lợn con cai sữa, thường gặp thở khó, thở nhanh ở thể bụng. Tai, bụng hoặc âm hộ có màu hơi xanh chính vì vậy mới có tên là “bệnh tai xanh” (2; 18). Đối với lợn đực giống Trong giai đoạn cấp tính, ngoài các biểu hiện chung còn có biểu hiện giảm tính hăng, tỉ lệ từ chối phối tăng từ 2 % đến 12 %. Tinh dịch loãng, tỉ lệ tinh trùng giảm, tăng tỉ lệ tinh trùng kỳ hình. Điều tra lâm sàng 16 đàn lợn ở Hà Lan cho thấy có đến 50 % lợn biếng ăn, 10 % sốt, 5 % tím tái, 30 % trở ngại hô hấp (2). Tuy nhiên cũng có những kết quả nghiên cứu vẫn còn gây nhiều tranh cãi (2; 18). Đối với lợn sơ sinh Các biểu hiện rối loạn về hô hấp thường được quan sát thấy ở những heo sơ sinh nhỏ hơn hai tuần tuổi. Tình trạng ngủ ly bì, biếng ăn cùng với những thương tổn ở não được báo cáo bởi Rossow và cộng sự vào năm 1999. Những biểu hiện lâm sàng khác 7 được báo cáo bao gồm hơi thâm tím chung quanh mắt, viêm màng kết, tai đổi sang màu xanh, thâm tím ở da, tiêu chảy, run, lông sù xì và có hiện tượng chảy máu. Ngoài ra, việc nhiễm PRRS còn làm heo giảm tăng trọng hằng ngày từ 50 % đến 75 % (18). 2.1.6. Bệnh tích Không có bệnh tích đặc trưng ở lợn nái, thai bị sẩy hay lợn con chết non. Viêm phổi hoại tử và xâm nhiễm đặc trưng bởi những đám nhục hoá ở thùy đỉnh, thùy giữa, thùy phụ và nửa dưới của thùy hoành. Thùy bị bệnh này xám đỏ, có mủ và đặc chắc (nhục hoá). Trên mặt cắt ngang, thùy bị bệnh lồi ra, khô và nhu mô phổi trông giống tuyến ức. Quan sát thấy phổ biến viêm phế quản, phổi hoá mủ ở mặt thùy đỉnh. Bệnh tích đặc trưng đó là sự xâm nhiễm của các tế bào phế nang (pneumocyte) loại hai làm cho phế nang nhăn lại; đại thực bào bị phân huỷ đôi khi thường gặp ở phế nang, thường gặp viêm tiểu phế quản hoại tử và tăng sinh biểu mô tiểu phế quản, cũng có thể gặp viêm phế quản và phổi hóa mủ. 2.2. Các phƣơng pháp dùng trong chẩn đoán bệnh do virus PRRS gây ra 2.2.1. Phân lập virus sống Virus PRRS chỉ có thể nhân lên trên hai loại tế bào đó là: đại thực bào túi phôi của heo (PAMs: pulmonary alveolar macrophage) và dòng tế bào thận khỉ châu Phi. Điều này cho thấy rằng có ít nhất hai dạng tế bào có thể được sử dụng cho việc phân lập virus. Khi phân lập virus PRRS dòng châu Âu thường đòi hỏi phải sử dụng PAMs. Virus PRRS được phân lập từ nhiều mẫu bệnh lâm sàng khác nhau bao gồm huyết thanh, màng tế bào, những tế bào máu đơn nhân ngoại biên, tủy xương, hạch hạnh nhân (amidal), phổi, nốt bạch huyết, tuyến ức, lách, tim, não, gan, tinh hoàn, mào tinh hoàn, đảo hành niệu đạo… Trong số những mẫu mô tả ở trên, dịch thu nhận từ phổi (bronchioalveolar fluid) và huyết thanh được xem là những mẫu tốt cho việc phân lập virus khi có sự bùng phát nghiêm trọng virus PRRS, không phụ thuộc vào độ tuổi của thú nhiễm. PRRSV trong huyết thanh ổn định hơn trong mô. Đối với những thú già, virus PRRS có thể ở mô nhiều hơn ở máu. Nếu sử dụng các mẫu mô, có thể sử dụng các loại mẫu mô phổi, hạch hạnh nhân và nốt bạch huyết. Sự lựa chọn mẫu cũng phụ thuộc vào giai đoạn nhiễm bệnh (cấp tính, hồi phục, bệnh kéo dài). Huyết thanh, phổi và dịch phế nang là những 8 mẫu được chọn để phân lập virus đối với những thú nhiễm bệnh cấp tính. Việc phân lập virus đối với những thú nhiễm bệnh kéo dài thì hạch hạnh nhân, dịch thanh khí quản (orophargyneal scraping) và dịch phế nang là những mẫu có khả năng nuôi cấy tốt hơn so với mẫu huyết thanh và phổi. Trong những trường hợp phôi không phát triển, đẻ sớm, mẫu cần được thu từ những con heo sinh ra yếu, heo trước khi cho bú, hơn là thu nhận mẫu từ xác, thai không phát triển, hay là heo chết non. Đối với trường hợp PRRSV tác động đến heo nhỏ, heo con sinh ra yếu thì hầu như sẽ gây ra bệnh tích màu xanh, nhưng sự hiện diện của một lượng lớn kháng thể của mẹ đối với virus PRRS có thể gây khó khăn cho việc phân lập virus. Khả năng sống của virus trong các mẫu bệnh phẩm đối với những điều kiện nhiệt độ môi trường khác nhau tùy thuộc vào mẫu bệnh lâm sàng (phổi, lách, tuyến ức và huyết thanh). Khuyến cáo rằng những mẫu mô và những mẫu bệnh phẩm sử dụng cho việc phân lập virus cần được giữ ở 40C hay thấp hơn trong quá trình vận chuyển mẫu đến phòng thí nghiệm nhằm làm gia tăng khả năng phân lập virus. Nếu như những mẫu bệnh phẩm phải lưu trữ trong một thời gian dài thì nhất thiết phải trữ lạnh ở -700C. 2.2.2. Phát hiện virus hoặc kháng nguyên virus Phương pháp kháng thể hùynh quang (FA: fluorescent antibody staining) và mô hoá miễn dịch (IHC: immunohistochemistry staining) có thể được Sử dụng để phát hiện kháng nguyên virus trong mẫu mô. Phương pháp kiểm tra hùynh quang trực tiếp (FA) trên những mẫu đông lạnh cho kết quả nhanh chóng và chi phí thấp. Tuy nhiên phương pháp này có độ đặc hiệu và độ nhạy không cao lắm. Việc thu nhận mẫu có tác động lớn đối với kết quả của FA. Mô nên được thu nhận từ mẫu heo chết và giữ lạnh nhanh. IHC thì rất hữu dụng đối với việc phát hiện virus trong những mẫu để ổn định trong formalin, IHC có độ nhạy cao hơn so với xét nghiệm FA trực tiếp đối với những mẫu giữ đông, nhưng mất nhiều thời gian và chi phí xét nghiệm cao hơn so với FA trực tiếp. Một chẩn đoán cuối cùng có thể được thực hiện bằng việc phát hiện trên những đặc tính lát cắt hiển vi của virus PRRS trong sự kết hợp với IHC hay FA. Đối với xét nghiệm FA trực tiếp, mẫu mới hay trữ lạnh nên được sử dụng. Đối với xét nghiệm IHC mẫu mô cần được pha trộn trong 10 % neutral buffered formalin. 9 2.2.3. Phƣơng pháp phát hiện kháng thể trong huyết thanh (serology) Phản ứng kháng thể hùynh quang trực tiếp (IFA); SNV (serum virus neutralization); IMPA (immunoperoxidase monolayer assay) và ELISA (enzyme – linked immunosorbent assay) tất cả đều có thể được sử dụng cho việc phát hiện kháng thể đặc hiệu với virus PRRS. Phản ứng IFA, SNV và ELISA được sử dụng thường xuyên trong hầu hết các phòng thí nghiệm ở miền nam nước Mỹ trong khi đó, IMPA được sử dụng nhiều hơn ở Châu Âu. Yoon và cộng sự trong một nghiên cứu đã cho thấy IFA có độ đặc hiệu cao đến 99,5 %. Theo Frey, Yoon và cộng sự, IFA cho kết quả đáng tin cậy đối với việc phát hiện kháng thể đặc hiệu đến ba tháng sau nhiễm (19). Theo Drew, trong một thử nghiệm so sánh của mình, ông cho rằng IMPA có độ nhạy cao hơn so với ELISA (16). IMPA thường được sử dụng nhằm phát hiện việc nhiễm virus PRRS từ ngày 7 đến ngày 15 sau khi nhiễm (19). Tuy nhiên, IMPA cũng cho kết quả đáng tin cậy đối với việc phát hiện kháng thể đặc hiệu sau hai đến ba tháng nhiễm bệnh. Theo Albina; và cộng sự, ELISA cho kết quả có độ đặc hiệu và độ nhạy cao đối với việc phát hiện kháng thể virus PRRS trong huyết thanh. Điều bất lợi của thử nghiệm này là hay cho kết quả dương tính giả (19). Nhiều dạng ELISA đã được mô tả: ELISA trực tiếp sử dụng tỉ số S/P (sample/positive); ELISA trực tiếp sử dụng giá trị OD trực tiếp, ELISA ngăn trở. Trong một bộ ELISA kit thương mại (HerdChek® PRRS ELISA, IDEXX Laboratories Inc., Westbrook, Maine), tỉ số S/P ≥ 0,4 thì kết quả là dương tính. Sử dụng tỉ số S/P ≥ 0,4 như là một giá trị giới hạn, kháng thể đặc hiệu đối với virus PRRS được phát hiện đối với những heo nhỏ từ 10 đến 14 ngày sau nhiễm trong những điều kiện thí nghiệm và cao nhất là 2 đến 3 tháng sau nhiễm (Yoon et al., 1995a). Độ đặc hiệu của HerdCheck® PRRS ELISA nằm trong khoảng 99,3 % đến 99,5 % (19). SNV cũng là một phản ứng đặc hiệu cho việc phát hiện kháng thể virus PRRS trong máu, nhưng những nghiên cứu của Benfield và Morrison từ những năm 1992 đã cho thấy rằng SNV có độ nhạy thấp hơn so với IFA và ELISA. Độ nhạy thấp của phản ứng này trước tiên là do kháng thể trung hòa (một dạng kháng thể được phát hiện bởi phản ứng SNV) kháng virus PRRS phát triển chậm trong 1 đến 2 tháng sau khi nhiễm (19). 10 Kháng thể đặc hiệu đối với virus PRRS thường không kéo dài trong thời gian sống của thú. Đối với những thú gây nhiễm virus PRRS thực nghiệm, kháng thể đặc hiệu đối với virus đầu tiên được phát hiện bởi IgG-IFA, IPMA, ELISA và SNV trong thời gian từ 5 đến 9 ngày, 9 đến 11 ngày, 9 đến 13 ngày, và 9 đến 28 ngày sau nhiễm. Kháng thể IgM đặc hiệu đối với virus PRRS được phát hiện từ ngày thứ 5 sau nhiễm và kéo dài từ 21 đến 28 ngày sau nhiễm. Tùy thuộc vào thử nghiệm, những đơn vị kháng thể đạt đến giá trị cao nhất khoảng 30 ngày đến 50 ngày (IFA), 35 ngày đến 50 ngày (IPMA), 30 ngày đến 50 ngày (ELISA), và 60 ngày đến 90 ngày (SNV) sau nhiễm, sau đó bị giảm dần. Yoon và cộng sự trong một thí nghiệm đã chứng minh rằng không thể phát hiện kháng thể trong khoảng 4 đến 5 tháng đối với IFA, 4 đến 10 tháng đối với ELISA 11 đến 12 tháng đối với IMPA và khoảng 12 tháng đối với SNV sau nhiễm. Những kết quả huyết thanh dương tính từ mẫu máu thu nhận từ heo có biểu hiện lâm sàng đối với virus PRRS thì không đủ cơ sở cho việc chẩn đoán virus PRRS (Van Alstine và cộng sự, 1993). Có thể đó chính là sự hiện diện của kháng thể mẹ truyền cho heo con. Albina trong một nghiên cứu năm 1994 cho thấy rằng kháng thể truyền từ mẹ được phát hiện trong huyết thanh của lợn con 4 ngày sau khi sinh và không phát hiện thấy ở 3 tuần sau đó. Kháng thể đặc hiệu từ mẹ đối với virus PRRS tồn tại trong cơ thể heo con từ 4 đến 10 tuần tuổi và đôi khi tồn tại đến 16 tuần tuổi đối với heo bú sữa mẹ đã được miễn dịch. Vì kháng thể thường không kéo dài trong suốt thời gian sống của thú và vì sự liên kết trong thời gian ngắn của kháng thể IFA và ELISA, điều khuyên nhủ đầu tiên là heo nhỏ và tốt hơn hết là đàn heo giống cần được kiểm tra để phát hiện tình trạng nhiễm virus PRRS của đàn. 2.2.4. Kỹ thuật PCR để phát hiện PRRSV Kỹ thuật PCR được phát triển để phát hiện RNA của virus PRRS trong các mẫu bệnh phẩm. Vì không cần phải phân lập virus trong môi trường nuôi cấy tế bào nên PCR sẽ ít tốn thời gian để phát hiện hơn so với phương pháp nuôi cấy tế bào. PCR còn được xem là một phương pháp có độ nhạy và độ đặc hiệu cao. 11 Nhiều dạng khác nhau của PCR được sử dụng, hầu hết chúng được sử dụng để phát hiện các vùng ORF7, ORF6 hay ORF1b và có thể sử dụng một cách trực tiếp trong việc phân tích các mẫu bệnh phẩm. Fun In Wang (1994) đã sử dụng kỹ thuật RT-PCR trực tiếp để phát hiện sự tồn tại của virus PRRS trong xác heo thương phẩm và trong tinh dịch con đực. Trong thí nghiệm này với tỉ lệ huyết thanh dương tính là 85,4 % (205/240), nhưng chỉ có 11/140 mẫu máu chứa lượng virus có thể phát hiện được bằng RT-PCR. Ông kết luận kết quả phản ứng RT-PCR phụ thuộc rất nhiều vào mẫu phân tích (7).Wagstrom và cộng sự trong nghiên cứu của mình đã chứng minh kỹ thuật RT-PCR trực tiếp có khả năng phát hiện RNA virus PRRS với độ đặc hiệu cao (99,4 %) (14). Christopher-Hennings và cộng sự đã phát hiện ra sự hiện diện RNA của PRRS virus trong cả hai loại mẫu: dịch tinh thanh và phần chứa tế bào (7). Kết quả của phản ứng PCR giữa các phòng thí nghiệm khác nhau có thể sẽ khác nhau, phụ thuộc vào các điều kiện về mẫu; qui trình thu nhận và trữ mẫu; qui trình chiết tách, tinh sạch; trang thiết bị phòng thí nghiệm; kỹ năng và kinh nghiệm của người thực hiện việc phân tích. 2.3. Phƣơng pháp PCR Kỹ thuật nhân DNA đặc hiệu, còn gọi là phản ứng chuỗi trùng hợp hay kỹ thuật PCR (polymerase chain reaction) được Karl Mullis và cộng sự phát minh vào năm 1985 đã đưa lại một cuộc cách mạng trong di truyền học phân tử. 2.3.1. Nguyên tắc Kỹ thuật PCR Sử dụng các đặc điểm của quá trình sao chép DNA, về thực chất nó được xem như là phương pháp tạo dòng in vitro, không cần có sự hiện diện của tế bào. Phản ứng PCR là một chuỗi những chu kỳ nối tiếp nhau, mỗi chu kỳ gồm ba giai đoạn. Giai đoạn 1: Đây là giai đoạn biến tính (denaturation). Ở giai đoạn này thường sử dụng điều kiện nhiệt độ biến tính, thường ở 940C - 950C trong 30 – 60 giây, làm đứt các cặp base và tách DNA sợi đôi tạo thành các sợi đơn để đóng vai trò như khuôn mẫu quá trình tổng hợp DNA. 12 Giai đoạn 2: Đây là giai đoạn bắt cặp (annealation). Giai đoạn này thường được tiến hành ở điều kiện nhiệt độ 400C – 700C trong 30 – 60 giây tùy thuộc vào primer sử dụng cho phản ứng. Ở nhiệt độ này, primer sẽ tiến hành gắn kết với DNA mẫu. Việc xác định nhiệt độ lai ở giai đoạn này là rất quan trọng, nó quyết định đến độ nhạy và độ đặc hiệu của phản ứng PCR. Nếu nhiệt độ lai trong giai đoạn này quá thấp sẽ dẫn đến sự bắt cặp không đặc hiệu dẫn đến kết quả khuếch đại sản phẩm bị sai. Nếu nhiệt độ lai quá cao sẽ dẫn đến độ nhạy của phản ứng kém vì primer sẽ không bắt cặp được. Cách tính nhiệt độ lai (5) Nhiệt độ này có thể được tính thông qua Tm. Tm là nhiệt độ mà ở đó việc lai bắt cặp đúng phân ly. Thông thường nhiệt độ lai thường sử dụng ở điều kiện nhiệt độ thấp hơn 1 – 20C so với Tm. Tm có thể được xác định bằng thí nghiệm nhưng thường được tính theo công thức sau : Tm = 4 * (G + C) + 2 * (A + T) Trong đó: G+C là số nucleotide G và C trong trình tự primer A+T là số nucleotide A và T trong trình tự primer Giai đoạn 3: Đây là giai đoạn kéo dài (elongation). Giai đoạn này thường được tiến hành ở nhiệt độ 720C – 740C trong 30 giây đến vài phút tùy thuộc vào chiều dài đoạn DNA cần tổng hợp. Điều kiện nhiệt độ này sẽ giúp cho Taq polymerase hoạt động và tiến hành tổng hợp sợi DNA mới. Một phản ứng PCR thường không vượt quá 40 chu kỳ là tốt nhất.Trong phản ứng PCR, sản phẩm được tạo ra theo cấp số nhân trên cơ sở những sản phẩm ban đầu nên nếu số chu kỳ khuếch đại quá lớn sẽ làm cho sản phẩm ngày càng bị sai lệch so với sản phẩm ban đầu. 2.3.2. Các thành phần tham gia phản ứng PCR Mồi (primer) Tất cả các DNA polymerase đều cần những mồi chuyên biệt để tổng hợp một mạch DNA mới từ mạch khuôn. Mạch khuôn là mạch được tạo ra từ mẫu DNA ban đầu. 13 Mồi là các trình tự oligonucleotide có khả năng bắt cặp bổ sung với một đầu của mạch khuôn và nhờ hoạt động của DNA polymerase đoạn mồi này được nối dài để hình thành mạch mới. Các mồi này gồm một mồi xuôi (sens primer) và mồi ngược (antisens primer). Mồi là yếu tố quan trọng quyết định tính đặc hiệu của phản ứng PCR. Mồi cũng có vai trò khởi động hoạt động của enzyme DNA polymerase khi đã ở trạng thái bắt cặp ở đầu 3’. dNTP (deoxynucleotide triphosphate) dNTP là một dung dịch gồm bốn thành phần deoxynucleotide (dATP, dGTP, dCTP, dTTP). Thông thường dung dịch dNTP được pha và bảo quản ở dạng dung dịch mẹ (10X) với nồng độ các deoxynucleotide thành phần từ 20 - 200µM. Nồng độ sử dụng dung dịch dNTP trong phản ứng sẽ tùy thuộc vào các điều kiện phản ứng chung. DNA polymerase Enzyme này có vai trò kéo dài mạch mới bổ sung với mạch khuôn từ các mồi khởi đầu. Có nhiều loại DNA polymerase Sử dụng cho phản ứng PCR. Nhìn chung, các DNA polymerase có chung đặc điểm là chịu nhiệt, không bị biến tính hay bị huỷ ở nhiệt độ biến tính DNA. Dung dịch đệm cho phản ứng PCR Dung dịch đệm bao gồm các thành phần sau: Tris HCl (pH 8.3), KCl, MgCl2, gelatin. Thành phần và nồng độ dung dịch đệm sử dụng tùy thuộc vào loại DNA polymerase. Trong thành phần dung dịch đệm cho phản ứng PCR đôi khi người ta bổ sung MgCl2 ở nồng độ 0.5 – 5.0 mM. Dung dịch đệm có vai trò trong việc tạo sự kết hợp giữa các dNTP, kích hoạt DNA polymerase. Dung dịch đệm có ảnh hưởng mạnh đến tính đặc hiệu và hiệu suất của phản ứng PCR. 2.3.3. Các yếu tố ảnh hƣởng đến phản ứng PCR DNA mẫu Phản ứng khuếch đại tối ưu xảy ra trên DNA thật tinh sạch. Nhiều kỹ thuật chẩn đoán bằng PCR vẫn đạt kết quả tốt với DNA thu nhận trực tiếp từ dịch chiết tế bào. Lượng DNA mẫu sử dụng cũng có xu hướng giảm (1µg xuống còn 100ng) với việc sử dụng các DNA polymerase có hiệu quả cao. 14 Enzyme Taq polymerase chịu nhiệt được tách chiết từ vi khuẩn Thermus aquaticus, sống ở các suối nước nóng. Enzyme này không bị phá hủy ở nhiệt độ biến tính. Ngày nay, nhiều polymerase chịu nhiệt khác được đưa ra thị trường với nhiều chức năng chuyên biệt và hoàn thiện hơn. Tth polymerase, một enzyme tách chiết từ Thermus themophilus có khả năng hoạt động như một enzyme phiên mã ngược khi có mạch RNA khuôn và ion Mg++, nhưng với sự hiện diện của DNA khuôn và Mg++, Tth polymerase lại xúc tác cho phản ứng khuếch đại DNA. Primer và nhiệt độ lai Primer là chìa khóa quan trọng cho sự thành công hay thất bại của một thí nghiệm PCR. Nếu primer được thiết kế một cách chính xác thì thí nghiệm sẽ mang lại kết quả về sự khuếch đại của một mảnh DNA đơn. Việc lựa chọn primer cần tuân theo một số nguyên tắc sau: - Trình tự primer được chọn sao cho không thể có sự bắt cặp giữa mồi “xuôi” và mồi “ngược”, cũng không có cấu trúc kẹp tóc do sự bắt cặp khác nhau của một mồi. - Nhiệt độ nóng chảy của mồi xuôi và mồi ngược không nên cách nhau quá xa. Thành phần các nucleotide của các mồi cần cân bằng, tránh các cặp G – C lặp đi lặp lại quá nhiều lần. - Các mồi được chọn cần phải đặc trưng cho trình tự DNA cần khuếch đại, không trùng với trình tự lặp lại trên gene. - Đoạn gene cần khuếch đại không nên lớn hơn 3 kb và chiều dài lý tưởng là nhỏ hơn 1 kb. Các thành phần khác của phản ứng PCR - Bốn loại nucleotide thường được sử dụng ở nồng độ 20 – 200 µM/mỗi nucleotide. Nồng độ cao hơn dễ dẫn đến sự khuếch đại “ký sinh”. Sự mất cân bằng trong thành phần các nucleotide lại làm tăng các lỗi sao chép của polymerase. - Nồng độ ion Mg++ cũng là nhân tố ảnh hưởng mạnh đến phản ứng PCR. Nồng độ tối ưu phải được xác định cho từng phản ứng qua nhiều thử nghiệm. 15 2.3.4. Thiết bị và dụng cụ cho phản ứng PCR Thiết bị quan trọng nhất dùng cho phương pháp PCR là máy luân nhiệt. Yêu cầu quan trọng nhất của thiết bị này là việc thay đổi nhiệt độ phải diễn ra nhanh và chính xác. Ngoài ra, các eppendorf dùng cho phản ứng phải cùng một kiểu. 2.4. Phƣơng pháp RT - PCR RT-PCR ( reverse transcriptase polymerase chain reaction) là một phương pháp dùng để khuếch đại cDNA được tạo ra từ RNA dựa vào đặc tính phiên mã ngược. RT- PCR thường được sử dụng để tạo ra thư viện cDNA lớn từ một lượng rất nhỏ mRNA; sử dụng trong việc nhận biết các đột biến và đa hình dựa vào những trình tự phiên mã ngược và sử dụng trong việc định lượng mức độ biểu hiện của gene. Ngoài ra, RT- PCR còn có một ứng dụng quan trọng nữa đó là chúng được sử dụng trong việc chẩn đoán các bệnh do virus RNA. 2.4.1 Nguyên tắc của phản ứng RT-PCR Về nguyên tắc, bước đầu tiên của phản ứng RT-PCR là quá trình phiên mã ngược từ khuôn mẫu mRNA để tạo ra sợi đơn cDNA. Một primer oligodeoxynucleotide sẽ gắn vào mRNA và sau đó chúng sẽ được kéo dài nhờ một enzyme phiên mã ngược có hoạt tính polymerase để tạo thành bản sao cDNA, bản sao này sau đó sẽ được khuếch đại nhờ vào phản ứng PCR ở bước thứ hai. Tùy thuộc vào mục đích của xét nghiệm, primer sử dụng để tạo cDNA đầu tiên có thể được thiết kế đặc hiệu để lai vào một vị trí xác định trên mRNA hay có thể được thiết kế để gắn kết vào nhiều vị trí trên mRNA 2.4.2. Các enzyme sử dụng cho phiên mã ngƣợc Sự phát hiện enzyme phiên mã ngược vào năm 1970 đã giải thích tại sao bộ gene RNA của virus tạo khối u có thể chuyển thành dạng DNA trong tế bào bị nhiễm. Ngày nay, có ba loại enzyme phiên mã ngược được sử dụng để tổng hợp cDNA invitro tương ứng với RNA mẫu. 16 Enzyme phiên mã ngược của avian myeloblastosis virus (AMV) và dòng Moloney của virus murine leukemia (Mo-MLV). Cả hai loại enzyme này đều đòi hỏi primer sử dụng cho quá trình phiên mã ngược phải có nhóm 3’ OH. Loại enzyme này không có hoạt tính 3’ – 5’ exonuclease. Khi sử dụng loại enzyme này đòi hỏi trong phản ứng phải có nồng độ dNTP cao. - Enzyme được mã hóa bởi AMV, có hoạt tính RNase nên có thể cắt nửa phần của RNA-DNA và có thể dính chặt vào đầu 3’ của sợi DNA nếu phản ứng phiên mã ngược bị dừng lại giữa chừng trong quá trình tổng hợp (dẫn liệu từ Rotawicz và cộng sự,1988).Vì vậy sự hoạt động ở mức độ cao của RNase H cùng với việc phiên mã ngược có xu hướng ngặn chặn việc tạo ra cDNA và làm giảm chiều dài của nó. - Enzyme murine phù hợp cho RT-PCR hơn vì hoạt tính RNase của nó yếu hơn. Tuy nhiên, Mo-MLV sẽ hoạt động tối ưu ở điều kiện nhiệt độ thấp (370C) hơn so với enzyme AMV (420C), chính đặc điểm này làm cho Mo-MLV không thuận lợi trong các phản ứng mà RNA có nhiều cấu trúc bậc hai. Những dạng biến thể của enzyme phiên mã ngược Mo-MLV không có hoạt tính RNase: nhiều dạng enzyme loại này đã được thương mại hóa, chúng có thể được sử dụng để biến đổi một lượng mẫu lớn và tổng hợp cDNA dài hơn so với các dòng hoang dại ( dẫn liệu từ Gerard và cộng sự. 1988). Thêm vào đó, chúng có thể hoạt động ở nhiệt độ cao (trên 500C), điều này sẽ thuận lợi khi RNA có nhiều cấu trúc bậc hai. Tth DNA polymerase chịu nhiệt: Loại enzyme này được mã hóa bởi vi khuẩn chịu nhiệt Thermus thermophilus. Chúng thực hiện phản ứng phiên mã ngược khi có sự hiện diện của Mn2+ (Myers và Gelfand, 1991. dẫn liệu). Đặc điểm thuận lợi của loại enzyme này là ta có thể thực hiện cả hai quá trình của RT-PCR trong cùng một tube phản ứng . Tuy nhiên loại enzyme này chỉ tổng hợp cDNA có kích thước khoảng từ 1- 2 kb, thêm vào đó việc sử dụng Mn2+ trong phản ứng sẽ làm cho quá trình tổng hợp cDNA có độ đặc hiệu thấp. Enzyme Tth không thể cùng sử dụng với primer oligo dT và random hexamer vì quá trình bắt cặp không thể xảy ra ở điều kiện nhiệt độ mà tại đó enzyme phiên mã ngược hoạt động. 17 2.4.3 Các primer trong phiên mã ngƣợc Có ba loại primer thường được sử dụng cho quá trình phiên mã ngược của phản ứng RT-PCR. Oligo T (dT): Đây là loại primer được thiết kế dựa vào đặc tính của mRNA là thường tồn tại đuôi poly A tận cùng ở đầu 3’. Khi thực hiện phản ứng phiên mã ngược, primer oligo T sẽ gắn kết vào đuôi poly A của mRNA theo nguyên tắc bổ sung. Mồi oligo T thường được sử dụng như là một “mồi phổ dụng” cho việc tổng hợp ra một cDNA thông thường. Oligonucleotide antisense: Primer này sẽ lai lên các vị trí có chọn lọc trên một trình tự đích đặc biệt của mRNA. Tuy nhiên, khi sử dụng oligonucleotide làm mồi cho quá trình phiên mã ngược thì cặp primer sử dụng cho phản ứng PCR sau đó cần được thiết kế sao cho primer trên sợi antisense sẽ bắt cặp ở phía trên đối với vị trí của oligonucleotide sử dụng làm primer cho việc tổng hợp cDNA. Random hexanucleotide: Loại primer này thường được sử dụng khi mRNA đích có kích thước lớn hay có quá nhiều cấu trúc bậc hai. Khi đó việc tổng hợp cDNA không thể được thực hiện một cách hiệu quả bằng cách sử dụng mồi oligo dT hay mồi oligonucleotide antisense (Lee và Caskey, 1990, dẫn liệu từ tài liệu tham khảo 13). Trong đa số các trường hợp sử dụng kỹ thuật RT-PCR những primer oligonucleotide antisense được thiết kế để gắn kết vào vùng 3’ không dịch mã của mRNA đích là những primer được ưu tiên chọn lựa. Primer oligo dT là lựa chọn tốt nhất kế sau và random hexamer là lựa chọn cuối cùng vì random hexamer thường không đặc hiệu và tạo ra cDNA có kích thước không đồng đều, chúng thường được sử dụng khi các primer trước sử dụng không thành công. 18 Ly trích/tách chiết RNA AA(A)n Tổng hợp cDNA Primer đặc hiệu Primer oligo dT Random hexamer primer AA(A)n AA(A)n GSP AA(A)n Oligo dT N6 N6 AA(A)n AA(A)n AA(A)n Chu kỳ I của PCR Chu kỳ I của PCR Chu kỳ I của PCR AA(A)n AA(A)n AA(A)n Primer xuôi Primer xuôi Primer xuôi AA(A)n AA(A)n AA(A)n Chu kỳ II của PCR Chu kỳ II của PCR Chu kỳ II của PCR Primer ngược Primer xuôi Tiếp tục chu kỳ nhiệt Sơ đồ 2.1. Quá trình hoạt động của các primer trong phiên mã ngược(13) 19 Phần III. NỘI DUNG VÀ PHƢƠNG PHÁP 3.1. Thời gian và địa điểm nghiên cứu Thời gian thực hiện khoá luận tốt nghiệp kéo dài từ ngày 01/03/2005 đến ngày 15/08/2005 tại Trung Tâm Phân Tích Thí Nghiệm trường Đại Học Nông Lâm Thành Phố Hồ Chí Minh. 3.2. Nội dung nghiên cứu Xây dựng quy trình RT-PCR phát hiện virus PRRS từ ba nguồn Taq khác nhau. Xây dựng quy trình điện di để phát hiện RNA tổng số. Ly trích RNA từ dịch nuôi cấy tế bào và huyết thanh của heo nghi nhiễm PRRSV bằng cách sử dụng hai phương pháp ly trích theo bộ kit và sử dụng TRIzol. Chẩn đoán virus PRRS từ mẫu thu nhận bằng quy trình RT-PCR đã thiết lập. 3.3. Vật liệu và hoá chất 3.3.1. Mẫu xét nghiệm Mẫu RNA chuẩn được cung cấp từ Trung tâm chẩn đoán xét nghiệm Ploufragan (Pháp). Mẫu nuôi cấy tế bào (trước đó đã kiểm tra cho kết quả ELISA dương tính) được cung cấp từ Trung Tâm Thú Y Vùng Thành Phố Hồ Chí Minh: 10 mẫu Mẫu huyết thanh